Биомасса и функциональные характеристики  микобиоты почв Антарктиды

Никитин Дмитрий Алексеевич

Биомасса и функциональные характеристики микобиоты почв Антарктиды

Осуществлен комплексный микологический анализ почв береговых оазисов Антарктиды. Впервые изучены запасы и структура грибной биомассы, а также оценена численность копий генов ITS рДНК грибов в профилях антарктических почв; дана характеристика таксономического разнообразия культивируемой микобиоты профилей почв материка. Список видового разнообразия грибов Антарктиды пополнен на 15 видов. Проведен скрининг ряда штаммов микромицетов, выделенных из антарктических субстратов, на продуцирование антибиотических веществ и некоторых гидролаз. Определены оптимальные условия и сроки «оживления» образцов почв Антарктиды для выделения наибольшего таксономического разнообразия микроскопических грибов.

Биология

Диссертации

Вуз: Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова (МГУ имени М.В. Ломоносова)

ID: 5b24efae7966e104dde46c10

UUID: 865329d0-5383-0136-e4f3-525400005860

Язык: Русский

Опубликовано: почти 6 лет назад

Просмотры: 127

12.54

Никитин Дмитрий Алексеевич

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова (МГУ имени М.В. Ломоносова)

Комментировать 0

Рецензировать 0

Скачать - 2,7 МБ

Поделиться работой

На правах рукописи ФЕДЕРАЛЬНОЕ ГОСУДАРСТВЕННОЕ БЮДЖЕТНОЕ ОБРАЗОВАТЕЛЬНОЕ УЧРЕЖДЕНИЕ ВЫСШЕГО ОБРАЗОВАНИЯ «МОСКОВСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ ИМЕНИ М.В. ЛОМОНОСОВА» ФАКУЛЬТЕТ ПОЧВОВЕДЕНИЯ НИКИТИН Дмитрий Алексеевич БИОМАССА И ФУНКЦИОНАЛЬНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ МИКОБИОТЫ ПОЧВ АНТАРКТИДЫ Специальность 03.02.03 – микробиология Диссертация на соискание ученой степени кандидата биологических наук Научный руководитель: доктор биологических наук, Марфенина Ольга Евгеньевна доктор биологических наук, Степанов Алексей Львович; Москва 2018

ВВЕДЕНИЕ 4 ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ 8 1.1. ПОЧВЫ АНТАРКТИДЫ, ИХ ТАКСОНОМИЯ И УСЛОВИЯ ПОЧВООБРАЗОВАНИЯ 8 1.2. МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ ГРИБЫ АНТАРКТИЧЕСКИХ ПОЧВ И СУБСТРАТОВ 11 1.2.1. ЗАПАСЫ И СТРУКТУРА ГРИБНОЙ БИОМАССЫ В ПОЛЯРНЫХ ПОЧВАХ 11 1.2.2. Таксономическое разнообразие и численность культивируемых микромицетов экстремально холодных местообитаний 13 1.2.3. Дрожжеподобные грибы в экстремально холодных экосистемах 15 1.2.4. Дрожжи в Антарктиде, и их физиологический потенциал 17 1.2.5. Эндемизм микроскопических грибов в Антарктиде 19 1.2.6. Некультивируемые грибы Антарктиды 20 1.3. Экологические и физиологические особенности психрофильных микромицетов 21 1.3.1. Адаптации грибов к низким температурам 21 1.3.2. Вторичные метаболиты психрофильных микромицетов 24 ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ 26 2.1. Объекты исследования 26 2.1.1. Почвы и грунты 26 Образцы для эксперимента-сукцессии 37 Образцы для извлечения тотальной грибной ДНК 38 2.1.2. Культуры для оценки метаболической активности 38 Культуры для оценки физиологических характеристик 43 2.2. Методы исследований 2.2.1. Люминесцентная и световая микроскопия 2.2.2. Приготовление препарата грибной ДНК из почвы 2.2.3. Проведение количественной ПЦР 2.2.4. Эксперимент-сукцессия 2.2.5. Микробиологический посев 2.2.6. Оценка антагонистической активности микромицетов 2.2.7. Оценка ферментативной активности и содержания белка микромицетов 43 43 44 44 45 45 46 47 ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ 49 2

3.1. Запасы и структура грибной биомассы 49 3.2. Изменение структуры грибной биомассы и таксономического состава микромицетов и дрожжей в ходе сукцессии. 59 3.3. Численность копий гена ITS рДНК грибов в антарктических почвах. 69 3.4. Таксономическое разнообразие, численность и экологические характеристики культивируемых микроскопических грибов. 70 3.5. Метаболические характеристики 81 антарктических штаммов микромицетов 81 3.5.1. Антимикробная активность 81 3.5.2. Ферментативная активность 90 3.5.3. Физиологические характеристики антарктических штаммов микроскопических грибов. 93 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 98 СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 101 3

ВВЕДЕНИЕ Актуальность работы Биогеоценозы Антарктиды – уникальные местообитания, характеризующиеся чрезвычайно суровым климатом и, как следствие, практически полным отсутствием покрытосеменных растений (Barrett et al., 2006). Эти факторы приводят к формированию почв с редуцированным профилем и элиминацией ризосферы (Cowan, 2014) – важной экологической ниши для микроорганизмов. Другая специфика антарктических почв – представленность органического вещества, преимущественно, не гумусом, а отмершими остатками мхов, лишайников, грибов и прокариот (Абакумов, Лупачев, 2012; Горячкин и др., 2012). Хотя в Антарктиде именно микроорганизмы являются основными преобразователями горных пород in situ (Friedmann, 1982; Мергелов и др., 2012), их роль в процессах почвообразования на материке не ясна (Fell et al., 2006). Установлено, что по численности и обилию доминантными организмами антарктических почв являются грибы (Onofri et al., 2004; Selbmann et al., 2013), изучению которых в этом регионе отведено пока значительно меньше внимания, чем бактериям. Однако запасы и структура биомассы микобиоты в почвах прибрежных оазисов Антарктиды и Субантарктики не известны. Недостаточно данных о физиологии и экологии антарктических штаммов микромицетов, о вкладе микобиоты в формирование почв материка. Из-за длительной географической изоляции, экстремальных климатических условий существуют таксоны прокариот и грибов, характерные только для Антарктиды (Vincent, 2000; Onofri et al., 2004). Часть из них может продуцировать важные для биотехнологии вторичные метаболиты, в том числе антибиотики (Gupta et al., 2015). В 2010 г. принята государственная программа «Стратегия развития деятельности Российской Федерации в Антарктиде на период до 2020 г. и на более отдаленную перспективу», по которой изучение организмов Антарктиды – одно из приоритетных направлений полярных исследований. Диссертационная работа посвящена изучению структуры биомассы, разнообразия и метаболической активности микроскопических грибов почв прибрежных оазисов Западной и Восточной Антарктиды, а также Субантарктики. Цель исследования Оценка биомассы, таксономического и функционального разнообразия микобиоты в профилях почв и грунтов Антарктиды различного генезиса. Задачи исследования 1. Оценить показатели обилия микобиоты (биомассу и ее структуру, количество копий гена ITS рДНК грибов, численность культивируемых микромицетов) в профилях почв Антарктиды. 2. Выявить таксономическое разнообразие культивируемых микроскопических грибов и дрожжей антарктических почв различных биотопов, в том числе, с использованием сукцессионного подхода. 4

3. Охарактеризовать ферментативную и антагонистическую активность штаммов ряда типичных видов микромицетов Антарктиды. Научная новизна Осуществлен комплексный микологический анализ почв береговых оазисов Антарктиды. Впервые изучены запасы и структура грибной биомассы, а также оценена численность копий генов ITS рДНК грибов в профилях антарктических почв; дана характеристика таксономического разнообразия культивируемой микобиоты профилей почв материка. Список видового разнообразия грибов Антарктиды пополнен на 15 видов. Проведен скрининг ряда штаммов микромицетов, выделенных из антарктических субстратов, на продуцирование антибиотических веществ и некоторых гидролаз. Определены оптимальные условия и сроки «оживления» образцов почв Антарктиды для выделения наибольшего таксономического разнообразия микроскопических грибов. Практическая значимость работы В микологическую коллекцию кафедры биологии почв факультета почвоведения МГУ добавлено 93 штамма микромицетов, выделенных из почв Антарктиды. Установлены оптимальные условия культивирования изолятов микромицетов для изучения метаболизма грибов криогенных экосистем. Полученные в данной работе сведения об антагонистической и ферментативной активности 40 антарктических штаммов могут быть использованы при экстракции из них биотехнологически ценных метаболитов. Выявлены наиболее благоприятные условия обработки почв и почвоподобных тел экстремально холодных биотопов для выделения максимального количества видов микромицетов и дрожжей. Информация, полученная в результате работы, может быть использована в курсах лекций по экологии микроорганизмов экстремально холодных местообитаний. Данная работа послужила основой для написания автором диссертации учебно-методического комплекса «Микобиота криоаридных экосистем». Декларация личного участия Диссертационная работа является результатом исследований автора за период с 2014 по 2018 гг. Автором самостоятельно выполнен основной объем исследований: пробоподготовка образцов; окраска и просмотр препаратов для люминесцентной микроскопии; осуществление эксперимента-сукцессии; выделение тотальной грибной ДНК из антарктических почв и проведение qPCR real time для учета численности ITS рДНК грибов; микробиологические посевы; выделение чистых культур, их закладка в коллекцию на скошенный агар и в криопробирки с глицерином, определение оптимальных условий роста типичных антарктических культур микромицетов; проведение тестов на антагонистическую и ферментную активность с чистыми культурами. Автором сделана обработка и анализ полученных результатов, подготовлен материал для публикации в научных журналах. Также автор спланировал и провел лабораторные 5

эксперименты, обработал полученные данные, правильно интерпретировал полученные результаты, а также написал текст данной работы. Апробация работы Материалы работы были представлены и обсуждены на конференциях: «Третий съезд микологов России» (Москва, 2012); «Ломоносов-2014» (Москва, 2014); «Биоразнообразие и экология грибов и грибоподобных организмов Северной Евразии» (Екатеринбург, 2015); «Третий международный микологический форум» (Москва, 2015); «VII съезд Общества почвоведов им. В.В. Докучаева» (Белгород, 2016); «Биология-наука XXI века» (Московская область, Пущино, 2017); «Актуальные вопросы эпидемиологии, диагностики, лечения и профилактики инфекционных и онкологических заболеваний» (Москва, 2017); «Четвертый съезд микологов России» (Москва, 2017); «Почвоведение: горизонты будущего» (Москва, 2017); «Криосфера Земли: прошлое, настоящее и будущее» (Московская область, Пущино, 2017); «Первый микробиологический конгресс» (Московская область, Пущино, 2017); «Актуальные проблемы биологии и экологии» (Сыктывкар, 2018); «Юбилейная конференция по микологии и микробиологии» (Москва, 2018). Публикации. По материалам диссертации опубликовано 14 работ: 3 статьи в рецензируемых журналах, входящих в системы «Scopus» и/или «Web of science»; 1 статья – в журнале из списка ВАК и базы данных РИНЦ; 1 статьи – в сборниках научных трудов и 9 тезисов докладов, представленных на научных конференциях. Не по теме диссертации опубликована 1 статья в рецензируемом журнале, входящем в систему «Scopus»; 1 статья в рецензируемом журнале «Биология моря», входящем в список ВАК и базу данных РИНЦ; 1 статья в сборнике научных трудов «Арктический плавучий университет – 2017»; 12 тезисов докладов, представленных на научных конференциях. Структура и объем диссертации Диссертационная работа состоит из введения, обзора литературы, объектов и методов исследования, результатов и обсуждения, заключения, выводов и списка литературы, который включает 202 источников. Работа изложена на 125 страницах, содержит 16 рисунков и 15 таблиц. Благодарности Автор глубоко благодарен своим научным руководителям, профессорам и докторам биологических наук МГУ Марфениной О.Е. и Степанову А.Л.; членам Российских антарктических экспедиций к.г.н. Мергелову Н.С., к.г.н. Долгих А.В., к.г.н. Зазовской Э.П., к.б.н. Лупачеву А.В. и д.б.н. Абакумову Е.В. за полевой отбор, предоставление образцов и изучение их химических свойств, а также 6

ценные консультации; д.б.н. Садыковой В.С. и к.б.н. Бирюкову М.В. – за помощь в проведении исследований антагонистической и ферментативной активности антарктических штаммов микромицетов. Автор особо признателен сотруднику кафедры биологии почв факультета почвоведения к.б.н. Ивановой А.Е. за содействие в работе, ценные комментарии, моральную помощь и поддержку. Дорога для диссертанта помощь коллег по кафедре – д.б.н. Лысак Л.В., к.б.н. Максимовой И.А., к.б.н. Качалкина А.В., к.б.н. Грачевой Т.А., а также Данилогорской А.А. и к.б.н. Кудиновой А.Г.; сотрудников Почвенного института имени В.В. Докучаева – к.с.х.н. Кутовой О.В., к.б.н. Семенова М.В., к.б.н. Железовой А.Д., к.б.н. Чернова Т.И., к.с.-х.н. Тхакаховой А.К. за помощь в выделении ITS рДНК грибов из антарктических почв, проведение PCR-real time. Выполнение работы было поддержано грантом Российского научного фонда №14-50-00029. 7

Глава 1. Обзор литературы 1.1. Почвы Антарктиды, их таксономия и условия почвообразования Большинство исследований почв континентальной Антарктиды проведено зарубежными специалистами в окрестностях станции Мак-Мердо и Трансантарктических гор (Dolgikh et al., 2015). Также относительно хорошо изучены почвы северной оконечности Антарктического полуострова и островов Субантарктики (Barrett et al., 2006). Однако, на территории российских антарктических станций систематические и регулярные почвенные исследования ведутся относительно недавно – с 2008-2009 годов. Их выполняют коллективы из Института географии РАН, Института физико-химических и биологических проблем почвоведения и Почвенного института им. В.В. Докучаева (Лупачев, Абакумов, 2013; Dolgikh et al., 2015; Mergelov et al., 2015). Чрезвычайно холодный и сухой климат, а также большие расстояния, отделяющие Антарктиду от других континентов, существенно ограничивают изучение почв материка. Ввиду чрезвычайной сложности строения и функционирования почв районов антарктических станций, необходимо комплексное изучение всех факторов почвообразования, в том числе и детального анализа функционирования биоты этих объектов. Они занимают малую площадь, располагаясь только в оазисах – территориях свободных ото льда. Сами оазисы составляют от 1 до 5% Антарктиды, и только 5-10% от этой площади являются почвами (Абакумов, Лупачев, 2012). По удачному выражению Горячкина С.В., оазисы – это «острова педосферы» в океане холодных пустынь (Горячкин и др., 2009). Ввиду того, что антарктические ландшафты не всегда подчиняются законам широтной поясности, часто даже близко расположенные оазисы имеют разный климат и растительность. Биогеоценозы Антарктиды отличаются от экосистем других материков рядом особенностей. Во-первых, они практически лишены цветковых растений с развитой корневой системой, сильно влияющих на формирование органогенных профилей почв и их микробных сообществ. На территории Антарктиды известно только два аборигенных вида покрытосеменных растения – антарктическая щучка (Deschampsia antarctica É.Desv.) и колобантус (Colobanthus quitensis (Kunth) Bartl.), представленных в районах с умеренным климатом – на северной оконечности Антарктического полуострова и в Субантарктике. Вовторых, в Антарктиде чрезвычайно сухой и холодный климат, обуславливающий бедный растительный покров, состоящий из мхов, печеночников и лишайников, формирующих слабодифференциорованный почвенный профиль. Это является главной причиной низкого разнообразия почв на континенте. Их подавляющее большинство располагается на побережье, где мягче климатические условия. Важно отметить, что значительное содержание углерода и азота в антарктических почвах объясняется не большим содержанием гумуса, как практически во всех почвах мира, а обилием слаборазложившихся остатков животных, растений, грибов и микроорганизмов (Абакумов, Лупачев, 2012). С точки зрения географии почв, территорию Антарктиды можно разделить на почвенно-климатические зоны: субантарктическая тундра, низкоантарктическая 8

тундропустошь и антарктическая холодная пустыня. Типичными элементарными почвенными процессами (ЭПП) в Антарктиде являются: оподзаливание, оглеение, рубификация, криотурбация, гумусообразование и гумусонакопление, засоление (Bockheim, Munroe, 2014). В разных почвенно-климатических зонах преобладают те или иные ЭПП. Так, в субантарктических тундрах и низкоантарктических тундропустошах, за счет талых вод снежников и богатой моховой растительности, происходит образование и аккумуляция гумуса, оподзоливание и оглеение. Верхние горизонты почв этих зон, за счет продуцирования мхами и лишайниками органических кислот, часто имеют слабокислую рН. Почвы среднеантарктических тундропустошей и холодных пустынь, находящиеся в засушливых условиях и сильном влиянии морей, формируются, в первую очередь, за счет криогенной турбации и соленакопления (Горячкин, 2006). Кислотность этих почв обычно нейтральная до слабощелочной по всему профилю. В Антарктиде проявляются редкие и уникальные типы почвообразования, характерные только для полярных регионов. Так Абакумов Е.В. выделяет зоогенный (орнитогенный) педогенез. В этих почвах содержится очень много свежих (недавно попавших в почву) органических веществ. Обычно таковыми являются птичье гуано. Зоогенные почвы относительно однородны и гомогенны по всему профилю, как по химическим, так и по физическим параметрам; все элементарные почвенные процессы (кроме гумусообразования) выражены весьма слабо. Кроме того, здесь происходит активное накопление фосфатов и чрезвычайно велико содержание азота. Последнее явление приводит к резкому снижению соотношения углерода к азоту (C/N) (Абакумов, 2014). Значительный интерес представляет первичное почвообразование внутри скал и камней – эндолитный педогенез. В отличии от большинства типов почвообразования, основную роль в данном случае играют микроорганизмы, а не растения. Механизм эндолитного почвообразования таков. В микротрещины горных пород попадают микроорганизмы всех таксономических группировок (археи, бактерии, водоросли, грибы, актиномицеты и т.д.). Они формируют ассоциации и симбиозы, взаимодействия в которых до сих пор плохо изучены. Вероятно, такие сообщества помогают выжить микроорганизмам в экстремальных условиях (резкие перепады температур, низкая влажность, высокие дозы УФ) (Власов, 2012). Поверхностный слой пород эндолитных сообществ преимущественно населен фотобионтами – цианобактериями и водорослями. Эти организмы с помощью фотосинтеза, возможного из-за относительно хорошей прозрачности кварца и полевых шпатов (Friedmann, 1982), синтезируют органические вещества необходимые для существования всего сообщества. Мицелиальные же организмы эндолитов – грибы и актиномицеты – помогают сохранять влагу и доставляют растворенные минеральные компоненты пород, извлеченные ими с помощью органических кислот (Кирцидели и др., 2014). Эта деятельность увеличивает микротрещины в каменистых субстратах, которые постепенно заполняются гумусоподобными веществами – особыми продуктами метаболизма этих микробных сообществ. Таким образом, некоторые почвоведы полагают, что криптоэндолитические (т.е. скрытые внутри камней) 9

сообщества, преобразуют исходную горную породу in situ и занимаются почвообразованием (Мергелов и др., 2012). В ходе такой деятельности микроорганизмов из твердых гранитоидных пород формируются тонкодисперсные почвоподобные тела с характерными микропрофилями (Мергелов и др., 2012). Такие объекты содержат значительно большее количество азота и углерода, чем в окружающих породах, позволяя пионерным растениям иметь лучшие условия для развития. Ввиду того, что эндолитичные сообщества, по мнению многих исследователей, являются доминирующей формой жизни в полярных областях (Мергелов и др., 2012; Власов и др., 2011), их деятельность – важный фактор почвообразования в Антарктиде (Лупачев и др., 2013). Выделяют и такой специфический для Антарктиды процесс почвообразования как формирование «каменных мостовых», характерных для среднеантарктических тундропустошей и холодных пустынь материка. Эти ландшафты практически лишены покрова первичных продуцентов за исключением единичных накипных и кустистых лишайников (Лупачев, Абакумов, 2013). Поверхностные горизонты «каменных мостовых» состоят из элювиального мелкозема с крупными кусками светлых гнейсов, а глубже по профилю часто заметны процессы криотурбации и засоление легкорастворимыми солями (Горячкин, 2006). По геологическим данным, на территории Антарктиды, в отличии от глинистых почв Арктики, преобладают легкие по механическому составу фрагменты (более 2 мм) – элювии и ледниковые дериваты гранитов и гнейсов, эндербитов и чарнокитов (гранитоидов с амфиболами). Значительно меньшую долю составляют осадочные породы без карбонатов как щелочных, так и щелочноземельных металлов. Карбонатных пород весьма мало на всей территории Антарктиды (Мухаметова и др., 2013). Одной из характерных черт большинства антарктических почв (кроме зоогенных) является низкое содержание органических и гумусовых веществ (не более 4%). Прибрежные почвы засолены не так сильно, как те, что вглуби материка. Однако, первые, при этом содержат больше углерода и фосфора (Cary et al., 2010; Bockheim, Munroe, 2014). Таксономия и систематика почв Антарктиды находится в активной разработке, однако уже сформировались устойчивые названия некоторых основных типов. Самыми распространенными почвами на континенте являются Gelisols (классификация Soil Taxonomy). Они формируются при активном воздействии мерзлотных процессов пучения грунта. На высоких участках рельефа (плакорах) доминируют петроземы, криоземы, литоземы, так называемые «безгумусовые почвы» (“ahumic soils”), эндолиты. В пониженных формах рельефа часты Histosols и Inceptisols (Barrett et al., 2006; Cary et al., 2010; Bockheim, Munroe, 2014) и глееземы. Отечественными почвоведами-географами (Горячкин и др., 2012) предложена классификация основных групп антарктических почв, которая взята нами за основу в настоящей работе: 1) Органоминеральные почвы с макропрофилями (орнитогенные – на местах птичьих базаров; илистые почвы на дне пересохших озер). В них происходит взаимодействие гуано или сапропелей с минеральной матрицей почвы; 10

2) Органоминеральные почвы с микропрофилями. Их профиль не более нескольких сантиметров. Формирование почв происходит при тесном контакте мхов, лишайников и альго-бактериальных матов с минеральной подложкой; 3) «Безгумусовые почвы» (“ahumic soils ”). Называются так потому, что они не имеют покрова первичных продуцентов и беспозвоночных. Основными ЭПП для них – криогенное оструктуривание, засоление. Также большое значение имеет ветровая эрозия, часто удаляющая верхних горизонт этих почв (Tedrow, Ugolini, 1966); Особое положение в почвенной таксономии занимают следующие группы почв: 4) Эпилитные почвы, образующиеся с участием организмов. Это почвы с микрогоризонтами, формирующемся на скальных породах и камнях под воздействием развивающихся на них лишайниках (Selbmann et. al., 2013); 5) Эпилитные почвы и почвоподобные тела. Образуются без участия организмов. Такие почвы не имеют макрогоризонтов, и, вероятно, образуются путем химического, а не биологического окисления минералов. Эти объекты распространены не только в холодных полярных, но и в горячих тропических пустынях (Wierzchos et al., 2005); Следующие 2 группы объектов признаются за почвы не всеми почвоведами. В настоящее время идет дискуссия об их систематическом положении в ряде почв. 6) Эндолиты – продукты биогеохимических взаимодействий внутри горных пород – самый распространенные почвы в Антарктиде. Подробней о них см. ниже; 7) «Ледовые почвы» – постепенно прирастающие и отмирающие ассоциации фотобионтов (цианобактерий и водорослей) на снежном покрове или тающем льде. За счет разнообразных пигментов значительно понижают альбедо окружающей среды, что приводит к значительному подъему температуры и таянью льда и снега. В процессе жизнедеятельности этих сообществ могут формироваться гумусоподобные вещества (Таширев, 2009). 1.2. Микроскопические грибы антарктических почв и субстратов 1.2.1. Запасы и структура грибной биомассы в почвах полярных регионов. Грибы – неотъемлемый компонент всех наземных экосистем. Большинство представителей микобиоты являются обитателями почвы (Полянская, Звягинцев, 2003). Мицелиальное строение помогает им осуществлять поиск новых питательных субстратов в этой гетерогенной среде с максимальной скоростью и эффективностью (Чернов, Марфенина, 2010). Такая адаптация позволила грибам стать одним из основных частей микробных ценозов в почве, выполняя различные экологические функции (разложение практически любых органических остатков, образование симбиозов с растениями, участие в почвообразовании и др.). Показано, что биомасса микобиоты в некоторых почвах составляет до 80% от общей микробной биомассы (Полянская, Звягинцев, 2003). Известно, что многие таксоны грибов некультивируемы (Pearce et al., 2012; Pudasaini et al., 2017), а определение их качественного и количественного состава 11

молекулярными методами довольно дорогостояще. Кроме того, применяя молекулярные методы, нельзя выявить структуру грибной биомассы, важную для характеристики физиологического состояния и активности микобиоты in situ. Поэтому для оценки уровня и структуры биомассы грибов в почвах и почвоподобных телах лучше применять прямой метод люминесцентной микроскопии с набором красителей (Звягинцев, 1991). Так, с помощью калькофлуора белого можно определить запасы биомассы, длину и толщину мицелия, а также некоторые его морфологические особенности (пряжки у базидиомицетов; ловчие гифы у хищных грибов и др.), долю спор и мицелия в биомассе (Bloem et al., 1995; Ананьева и др., 2010). Окрасив почвенные препараты, например, этидиумом бромидом и флуорисцеином диацетатом (ФДА), узнаем соотношение жизнеспособных и мертвых пропагул (Lopes et al., 2002; Gaspar et al., 2001). Большинство исследований, посвященных оценке количественных параметров грибов в почвах Арктики, было проведено не прямыми методами – микробиологическим посевом на различные питательные среды (Bridge, Spooner 2012; Ball, Virginia, 2014); измерением эмиссии СО2, при подавлении активности бактерий, методом фумигации-экстракции (Oechel et al., 1997; Ananyeva et al., 2006) и др. Нам удалось найти только единичные работы по оценке грибной биомассы методом люминесцентной микроскопии на Таймыре, Аляске и Канаде (Schmidt, Bölter, 2002; Ananyeva et al., 2006; Ball, Virginia, 2014). В виду активной работы систематиков, биомасса грибов в субстратах экстремально холодных системах сейчас подвергается переоценке, так как ранее здесь не учитывались эндофитные и лихенезированные виды (Gianoli et al., 2004; Rosa et al., 2009). Серьезные исследования запасов грибной биомассы в Антарктиде проводились только на островах у материка, где климат значительно мягче, а почвы, ввиду активного гнездования птиц, преимущественно, орнитогенные. Так в Субантарктике были попытки оценить общую микробную биомассу (в том числе и микобиоты) по субстрат индуцированному дыханию, содержанию аденозин трифосфата (АТФ) и активности ферментов группы эстераз, в частности – по ФДА (Roser et al., 1993). Однако авторам не удалось увидеть практически ни одной грибной гифы, при использовании метода люминесцентной микроскопии, что ставит под сомнение точность результатов работы. Кроме того, почвы, сформированные под птичьими базарами, весьма специфичны и не являются фоновыми для материка (Горячкин и др., 2012). В другой статье (Malosso et al., 2004) анализировали грибную биомассу в почвах Субантарктики по содержанию специфических нейтральных фракций фосфолипидов и эргостеролу. Работа проводилась в «оживляемых» образцах, в условиях микробной сукцессии при +4ᴼС. В нативных же образцах эти показатели не оценивались. Важно отметить, что в данной работе результаты оказались сопоставимы с погрешностями приборов, что отмечают и другие микологи, использующие эти методы для бесплодных почв с низкой биологической активностью (Gutarowska, Żakowska, 2009). Очевидно, что по эргостеролу и липидным фракциям запасы биомассы микобиоты в Антарктиде анализировать не корректно. На данный момент уровень 12

биомассы грибов континентальных антарктических почв оценивали только по эмиссии CO2 (Gregorich et al., 2006). Таким образом, до настоящего времени не опубликовано печатных работ по запасам и структуре биомассы грибов в почвах оазисов континентальной Антарктиды. Не известно распределение соотношения жизнеспособных и мертвых грибных пропагул по горизонтам почв материка. Вероятно, определение этих показателей следует проводить с применением прямых методов, например, с помощью люминесцентной микроскопии и набором красителей (калькофлуор белый, этидиум бромид и флуорисцеин диацетат). 1.2.2. Таксономическое разнообразие и численность культивируемых микромицетов экстремально холодных местообитаний Изучение микобиоты Антарктиды началось с 60-х годов ХХ века (Friedmann, 1982; Del Frate, Caretta, 1990; Kochkina et al., 2014), на несколько десятилетий позже, чем изучение бактерий – с 1908 года (Bratchkova, Ivanova, 2011). Поэтому грибы на материке значительно менее исследованы. Большинство работ с примененеием метода микробиологического посева, зачастую, с молекулярной идентификацией культур (Fell et al., 2006; Connell et al., 2006; Arenz, Blanchette, 2011), посвящены изучению культивируемых микромицетов разных районов и антарктических субстратов (Fell et al., 2006; Ruisi et al., 2007; Shivaji, Prasad, 2009; Arenz, Blanchette, 2011; Власов и др., 2012; Pudasaini et al., 2017). Наибольшее число статей – о разнообразии и численности микромицетов связанных с цветковыми растениями и мохообразными (Del Frate, Caretta, 1990; Tosi et al., 2002; Rosa et al., 2009; Zhang et al., 2013), приуроченных к птичьим базарам и антропогенным биотопам (Власов и др., 2012; Кирцидели и др., 2017; Arenz, Blanchette, 2011), водным экосистемам (Gonc¸alves et al., 2012), макроводорослям (Loque et al. 2010). Меньше исследований по микобиоте многолетнемерзлых пород (Ozerskaya et al., 2009; Кочкина, Иванушкина, 2012), почв (Cowan, 2014; Марфенина и др., 2016; Rivkina et al., 2016) и скальных пород (Friedmann, 1982; Власов и др., 2012). В микобиоте Антарктиды абсолютно преобладает представители отдела Ascomycota (99.2%). Значительно меньше представителей Basidiomycota - 0.7% и Zygomycota – 0.1% (Arenz, Blanchette, 2011; Pudasaini et al, 2017). В первую очередь, это связано с практически полным отсутствием сосудистых растений, с которыми обычно формируют симбиозы (в том числе микоризы) отдел Basidiomycota (Ludley, Robinson, 2008; Frisvad, 2008). Наблюдения показывают, что в примитивных почвах высоких широт доминирует Ascomycota, а в почвах с мощным, хорошо сформированным профилем (например, в дерново-подзолистых почвах под бореальными лесами) – Basidiomycota (Zumsteg et al., 2012). В континентальной Антарктиде из этого отдела присутствуют только дрожжи (Onofri et al., 2007). Главное отличие сообществ грибов северных полярных широт от южных в том, что в Арктике есть микоризные грибы, преимущественно относящиеся к отделу Basidiomycota (Smith, Read, 2002; Cripps, Eddington, 2005; Harrington, Mitchell, 2002; Jumpponen, 2003), а в Антарктиде представителей этого 13

отдела практически нет (Hassan et al., 2016). Низкое разнообразие и численность Zygomycota возможно, связана со строением их ценоцитного мицелия, отсутствием (редким присутствием) септ в котором приводит к разрыву клеток при отрицательных температурах (Frisvad, 2008; Maggi et al., 2013). Отдел Ascomycota в Антарктиде представлен 12 семействами: Arthrodermataceae, Chaetomiaceae, Hypocreaceae, Lasiosphariaceae, Microascaceae, Myxotriaceae, Orbiliaceae, Saccharomycetaceae, Sclerotiniaceae, Thelobolaceae, Trichocomaceae, Trichospheariaceae; и подклассами Eurotiales, Hypocreales, Leotiales, Microascales, Onygenales, Pezizales, Saccharomycetales, Sordariales и Trichosphaeriales (Frisvad, 2008). В отделе Basidiomycota доминируют 2 семейства – Tremellomycetes и Cystobasidiomycetes (Hassan et al., 2016), а в Zygomycota – Mortierellaceae (Onori et al., 2007). Самым распространенным родом в Антарктиде является аскомицет Tode (Brunati et al., 2009) из класса Leotiomycetes отдела Ascomycota и его анаморфы из рода Hyphozyma de Hoog & M.T. Sm.(Cleistothelebolus Malloch & Cain) (Brunati et al., 2009). С экологической точки зрения, у антарктических изолятов микромицетов отмечают приуроченность к тем или иным биотопам. Так, в донных осадках морей Антарктиды основные роды – Cylindrocarpon, Glomerella, Golovinomyces, Penicillium, Phoma (Singh et al., 2011; Lai et al., 2007; Calvez et al., 2009). В озерах материка широко распространены Cadophora luteo-olivacea, C. malorum, Geomyces pannorum, Thelebolus spp. (Brunati et al., 2009; Gonc¸alves et al., 2012). На морских макроводорослях (Adenocystis utricularis, Desmarestia anceps, Palmaria decipiens) – Antarctomyces psychrotrophicus, Geomyces pannorum, Metschnikowia australis (Loque et al., 2010). На лишайниках (Usnea аntarctica и Usnea aurantiaco-atra) – A. psychrotrophicus, Pseudogymnoascus sp., Thelebolus sp., (Santiago et al., 2015); во мхах – Cadophora malorum, Geomyces pannorum, Phoma herbarum (Tosi et al., 2002; Frisvad, 2008); на цветковых растениях (Deschampsia antarctica и Colobanthus quitensis) Антарктического полуострова – Alternaria spp., Phaeoshaeria spp. (Rosa et al., 2009). В почвах часто упоминаются A. psychrotrophicus, Phoma spр., Thelebolus microsporus (Arenz et al., 2006; Connell et al., 2006; Arenz, Blanchette 2011; Loque et al., 2010;); на птичьих базарах – Thelebolus globosus, T. ellipsoideus, T. microsporus (de Hoog et al., 2004), а также Apiosordaria antarctica, Thielavia antarctica, Hypocrea psychrophila, Microascus caviariformis, Myriosclerotinia borealis (Frisvad, 2008); на скальных породах и минералах – черные меристематические грибы – Friedmannomyces spp., Dioszegia spp. (Nienow, Friedmann 1993; Connell et al., 2006; Selbmann et al, 2014). С точки зрения географии, в Субантарктике основными доминантами среди микромицетов являются Antarctomyces psychrotrophicus, Geomyces pannorum, Exophiala sp. (Ferrari et al., 2011); на Антарктическом полуострове (районе материка с наиболее теплым климатом) – Geomyces pannorum, Thelebolus microsporus и Mortierella spp. (Gonçalves et al., 2012; Arenz, Blanchette, 2011) в одних из самых суровых по климатическим условиям районов Антарктиды – Земле Виктории и в сухих долинах МакМердо преобладают: Geomyces sp., Dioszegia sp., Phoma sp., Phoma herbarum, Thelebolus microsporus и Cadophora 14

luteo-olivacea, Cadophora malorum, Cadophora spp., Geomyces pannorum, Mortierella alpine, Phoma herbarum. Таким образом видно, что несмотря на разный таксономический состав группировок микромицетов в разных районах, есть общие тенденции для Антарктиды в целом. Например, везде на материке велика численность и обилие Geomyces pannorum. Этот вид характерен для экстремально холодных местообитаний (Озерская и др., 2008; Cox et al., 2016). Thelebolus microsporus часто встречается на птичьих базарах Антарктического полуострова и островах у материка. Интересно, что Antarctomyces psychrotrophicus отмечают, в основном, в Субантарктики. В более северных широтах (кроме высокой Арктики) и в континентальной части Антарктиды этот вид редок (Cox et al., 2016). Численность колониеобразующих единиц (КОЕ) грибов в почвах высоких широт уменьшается лишь на порядок по сравнению с зональными почвами умеренного и даже тропического климата (Timling et al., 2014). Так, значения этого показателя для культивируемых микромицетов в почвах Антарктиды колеблется от 102 до 105 КОЕ/г почвы, и лишь в некоторых антропогенных субстратах возрастает до 106 КОЕ/г субстрата (Кирцидели и др., 2017; Arenz, Blanchette, 2011; Cowan, 2014). В арктических почвах она обычно такая же, и лишь редко на порядок больше (Демидов и др., 2012). С одной стороны, эти факты могут доказывать высокий адаптивный потенциал микобиоты полярных регионов. Однако, многие из прорастающих на питательных средах клеток находятся в антарктических субстратах в покоящемся состоянии (Kochkina et al., 2014). Значительная часть таких пропагул относятся к термотолерантным и термофильным видам (например, многие Aspergillus), вероятно, занесенными в Антарктиду из других регионов и не приспособленных к суровому климату (Frate, Caretta, 1990; Власов и др., 2012; Vincent, 2000). Поэтом вопрос о жизнеспособности конкретных грибных таксонов в антарктических субстратах пока остается открытым. В полярных биотопах часто отмечают супердоминантность одного или малого количества видов (Кирцидели и др., 2010; Матвеева и др., 2015), что подтверждает гипотезу о низком филогенетическом разнообразии сообществ микобиоты этих местообитаний. Если же обнаруживается небольшая численность КОЕ грибов, то выраженной доминантности того или иного таксона обычно не нет – всех видов очень мало (Кочкина и др., 2012). Часто для субстратов экстремально холодных местообитаний выявляется тенденция к микроочаговости развития микромицетов (относительно большой численности пропагул), которая обычно приурочена к наличию органики в данном локусе (Кочкина и др., 2012). 1.2.3. Дрожжеподобные грибы в экстремально холодных экосистемах У некоторых грибов проявляется мицелиально-дрожжевой диморфизм. В таких случаях одна культура может содержать как мицелий гриба, так и одиночные почкующиеся клетки. Такие формы известны относительно давно, однако в последнее время интерес к ним значительно возрос (Мергелов и др., 2012; Onofri et al., 2014). Существует группа так называемых «черных дрожжей», характерная исключительно для экстремальных местообитаний и открытая совсем недавно 15

(Selbmann et al., 2014). Это литобионтные (обитающие на и в толще горных пород) грибы, имеющие мицелиально-дрожжевой диморфизм. Часто они являются основной составной частью эндолитных сообществ, формируя мутуалистические связи с бактериями и водорослями (Wei et al., 2015). У «черных дрожжей» есть ряд специфических признаков, характерных только для этой группы. образуют меристематические (деление клеток в разных плоскостях) колонии; часто они не формируют ни бесполых (конидиеносные структуры), ни половых (аски) органов размножение; синтезируют много меланинов; олиготрофны, могут достаточно долго жить в среде, содержащей мало азота, за счет накопленных запасов. Они синтезируют широкий набор ферментов, чтобы потреблять трудно разлагаемые субстраты; накапливают высокий уровень трегалозы, многоатомных спиртов и сахаров как осмопротекторов для переживания засушливых условий; выдерживают высокие и низкие температуры, а также резкие перепады температур, метаболизируя даже при -17°С (Friedmann et al., 1993; Selbmann et al., 2014; Onofri et al., 2014). Черные литобионтные грибы – экстремотолерантная группа организмов, часто встречающихся в высокогорьях, пустынях, полярных областях, на бесплодных горных породах. Они являются одними из «пионерных организмов», участвующих в формировании первичных почв (Мергелов и др., 2012; Onofri et al., 2014). «Черные дрожжи» – меланизированные меристематические аскомицетовые грибы с толстой клеточной стенкой и преобладанием дрожжевой фазы в конце жизненного цикла. Очень гетерогенная по систематике и недавно описанная группа (Selbmann et al., 2014). Преимущественно они относятся к классу Dothideomycetes, которое возникло на рубеже Силура и Девона 430 млн. лет назад, когда климат в большинстве районов Земли был суше и холоднее, чем сейчас. Эта группа микромицетов в Антарктиде распространена в почвах сухих долин и горных породах, представлена родами Aureobasidium, Dioszegia, Exophiala, Friedmanniomyces, Hortaea и др. (Connell et al., 2006). «Черные дрожжи» переходят в дрожжевую или в мицелиальную стадию в зависимости от условий среды. Например, при резком изменении температуры или рН, при сильном облучение УФ или другой ионизирующей радиацией. Среди черных литобионтных грибов много психро- и термотолерантов. Предположительная экологическая роль «черных дрожжей» состоит в защите других членов эндолитных сообществ (если они в них состоят) от негативных факторов (перепады температур, УФ, высыхание и др.). Вероятно, их можно выделить в отдельную экологическую группу благодаря уникальной устойчивости и неприхотливости. Причины мицелиально-дрожжевого диморфизма в большинстве случаев не ясны. Некоторые исследования показали прямую зависимость между содержанием рамнозы в клетках и их переходом к дрожжевой форме у микромицетов с бластическим конидиогенезом (de Hoog, Smith, 1981). Вероятно, экологическая значимость этого феномена значительно больше, чем мы предполагаем (De Hoog, Smith, 1981; Branda et al., 2010). Ведь при исследовании грибного пула различных экосистем обычно применяют методы, не выявляющего 16

форму жизни микромицета (находится он в природе в виде мицелия, споры или дрожжей). Множество дрожжеподобных грибов обнаружено в экстремальных местообитаниях – скалах, эндолитах, полярных пустынях Арктики и Антарктики (De Hoog, Smith, 1981; Мергелов и др., 2012; Onofri et al., 2014; Selbmann et al., 2014). Однако появляется все больше данных о находках этих организмов в биотопах с умеренным климатом (Wei et al., 2015). Судя по многочисленным сообщениям о патогенности мицелиальных грибов, переходящих в форму дрожжей только внутри жидкой среды органима-хозяина (Boyce, Andrianopoulos, 2015), можно предположить, что такие превращения происходят и в природных средах. Поэтому, как нам кажется, новые факты о мицелиально-дрожжевом диморфизме у грибов следует искать в пересыхающих водоемах Антарктиды, образцы из которых исследованы в данной работе. 1.2.4. Дрожжи в Антарктиде и их физиологический потенциал Дрожжи – жизненная форма грибов, преимущественно с одноклеточным строением, у которых при бесполом размножении преобладает почкование, а при половом не формируются плодовые тела (Kurtzman et al., 2011). Дрожжи в антарктических субстратах в основном представлены базидиомицетовым, а не аскомицетовым аффинитетом (Shivaji, Prasad, 2009; Connell et al., 2014). К 2012 в Антарктиде обнаружено 70 видов дрожжей (13 аскомицетов и 57 базидиомицетов) (Buzzini et al., 2012). Наиболее обильными для антарктических субстратов являются роды: Bullera, Bulleromyces, Candida, Cryptococcus, Cystofilobasidium, Dioszegia, Hyphozyma Leucosporidium, Leucosporidium, Mrakia, Rhodotorula, Sporobolomyces и Trichosporon (Frisvad, 2008; Shivaji, Prasad, 2009; Connell et al., 2014; Buzzini et al., 2012; Zhang et al., 2013). Особенно часто в экстремально холодных экосистемах доминируют (до 30% обилия) представители рода Cryptococcus, а именно: Cryptococcus albidus, C. antarcticus, C. consortionis, C. friedmannii, C. laurentii, C. lupi, C. socialis и C. vishniacii (Buzzini et al., 2012; Frisvad, 2008). Меньшее разнообразие у рода Candida, а именно Candida frigida, Candida gelida и Candida nivali. Сходное по сравнению с антарктическими экосистемами разнообразие дрожжей отмечают в высокой Арктике (Butinar et al., 2007; Shivaji, Prasad, 2009), ледниках Европы (Branda et al., 2010; Turchetti et al., 2011), горах и высокогорьях (Turchetti et al., 2010), а также в глубоководных океанических осадках (Nagano et al., 2014). Численность дрожжей в Антарктиде очень высока для большинства биотопов – до 105 КОЕ/г субстрата. Дрожжи в Антарктиде преимущественно приурочены к аквальным биотопам или к растительности. В донных осадках морей основные роды – Candida, Cryptococcus (Lai et al., 2007; Singh et al., 2014); на морских водорослях (Adenocystis utricularis, Desmarestia anceps, Palmaria decipiens) преобладают: Aureobasidium pullulans, Cryptococcus carnescens, представители рода Leucosporidium, Metschnikowia australis, Rhodotorula mucilaginosa (Loque et al., 2010); на лишайниках Usnea аntarctica и Usnea aurantiaco-atra – Candida parapsilosis, Cryptococcus aquaticus, C. friedmannii, C. gilvescens, C. laurentii, C. terricola, C. victoriae, Debaryomyces hansenii, Rhodotorula laryngis, R. mucilaginosa, 17

Yarrowia lipolytica (Santiago et al., 2015). А в почвах, особенно с низкой влажностью, разнообразие дрожжей невелико, и здесь наиболее обычны – Cryptococcus curvatus и C. arrabidensis (Fell et al., 2006). За последние годы в Антарктиде обнаружено много новых видов дрожжей. Например, Cryptococcus adeliensis (Scorzetti et al., 2000), Cryptococcus antarcticus (Vishniac, Onofri, 2002), Glaciozyma antarctica, Mrakia robertii (Turchetti et al., 2011). Географическая изоляция и суровый климат обуславливают особый ход эволюции организмов на материке, поэтому вероятно обнаружение и других, ранее не открытых, таксонов микобиоты (Gostinčar et al., 2009). В экстремально холодных экосистемах дрожжи являются более успешной группой микобиоты, чем мицелиальные грибы по нескольким причинам (Margesin, Miteva 2011). Во-первых, у них есть широкий спектр ферментов для разложения разнообразных субстратов (Carrasco et al., 2012; Maggi et al., 2013). Поэтому они могут существовать даже в олиготрофных условиях. Во-вторых, многие дрожжи относительно быстро растут при низких температурах (Mazur, 1980). У них есть ряд криопротекторов, накапливающихся в значительных количествах. По-видимому, в дрожжевых клетках более высокое возможное содержание насыщенных жирных кислот и трегалозы, чем в мицелиальных грибах. Дрожжи могут быстрее регулировать содержание этих веществ в своих клетках, чем мицелиальные грибы, поэтому они, возможно, более приспособленные к низким температурам (Maggi et al., 2013). Другие организмы при низких температурах растут медленно, поэтому дрожжи имеют преимущество в освоении новых субстратов. В-третьих, многие дрожжи являются осмофилами и галофилами, что позволяет им легче переносить низкую активность воды в Антарктиде (Connell et al., 2014; Rothschild, Mancinell, 2001). И, наконец, в-четвертых, часть изолятов антарктических дрожжей при определенных условиях формируют мицелий, с помощью которого им легче колонизировать доступные органические вещества (Panikov et al., 2006). Большинство работ по дрожжам в Антарктиде посвящено их разнообразию на различных субстратах: в морской воде (Nagano et al., 2014), на макроводорослях (Loque et al., 2010) и цветковых растениях – Deschampsia antarctica É.Desv. и Colobanthus quitensis (Kunth) Bartl. (Zhang et al., 2013), на мхах (Tosi et al., 2002; Zhang et al., 2013). Почвенным антарктическим дрожжам уделялось меньше внимания (Arenz, Blanchette, 2011). У многих психрофильных видов дрожжей одновременно действуют все механизмы адаптаций к суровому климату Антарктиды. Эти изоляты обладают: белками-антифризами; ферментами, активными при низких температурах; повышенным содержанием насыщенных жирных кислот и липидов для понижения температуры замерзания клеток и т.п. Кроме того, некоторые дрожжи (например, роды Dioszegia и Rhodotorula) устойчивы к УФ за счет синтеза и накопления каротиноидов и меланинов (Villarreal et al., 2016). Возможно, в высоких широтах дрожжи наземных экосистем могут применять одну из двух стратегий выживания. Либо, являться эфемерами, быстро развивающимися на легкодоступных субстратах (обычно на мхах или высших 18

растениях) в летний сезон при оттаивании верхних слоев почвы. Или, продолжать медленный рост и развитие круглогодично (Чернов, Марфенина, 2010). Последний вариант также приемлем для дрожжей, поскольку они одноклеточны, что позволяет уменьшить, по сравнению с мицелиальными формами, вероятность разрыва клеток при отрицательных температурах (Panikov et al., 2006; Maggi et al., 2013). Кроме дрожжевых грибов, в антарктиже распространены также меристематические формы. Они, по мнению некоторых исследователей, являются самыми распространенными организмами в Антарктиде (Shivaji, Prasad, 2009). 1.2.5. Эндемизм микроскопических грибов в Антарктиде В связи с обнаружением многих новых видов и даже родов микромицетов в Антарктиде за последние 10 лет (Antarctomyces pellizariae, A. psychrotrophicus, Сryomyces spp., Cryptococcus adeliens, Cryptococcus antarcticus, Friedmanniomyces, Glaciozyma antarctica, Thelebolus stercoreus, Penicillium antarcticum и др. (Onofri et al., 2007; Hassan et al., 2016), возник вопрос об эндемизме этих организмов. Есть гипотеза, согласно которой, экстремальные условия Антарктиды (чрезвычайно низкие температуры, влажность и высокая интенсивность УФ), а также ее изолированность от других материков должны были привести к тому, что эволюция многих таксономических групп в Антарктиде пошла особым путем (Vincent, 2000; Onofri et al., 2004). Однако, недавно появились данные об обнаружении многих антарктических «эндемичных» видов в удаленных друг от друга регионах мира с очень холодным климатом (Арктике, высокогорьях и т.д.) (Vincent, 2000). Так, из субстратов Гималаев выделен Penicillium antarcticum, P. luteum, P. olivaceum, Thelebolus microsporus, T. ellipsoideus, T. globosum, T. psychrophilum (Anupama et al., 2011; Hassan et al., 2016); из Тибета и высокогорий Китая – Cadophora luteo-olivacea, Psychrophila antarctica (Wang et al., 2015); из льдов Шпицбергена – Cryptococcus adeliensis (Butinar et al., 2007), а из морских вод у берегов Кореи – Penicillium antarcticum (Park et al., 2014); из вод Северного ледовитого океана – Thelebolus microsporus (Кирцидели и др., 2012). Поэтому эндемичными эти виды называть уже нельзя. С другой стороны, есть факты, свидетельствующие об ограниченности ареалов распространения многих психротолерантных микроорганизмов (Taylor et al., 2006; Peay et al., 2010; Adams et al., 2013). Например, несмотря на то, что в Антарктиде обнаруживают много космополитных родов и видов, на материке есть и эндемики (Brunati et al., 2009). Часть микробиологов полагают ограничивать их ареал полярными областями, поэтому в последнее время формулируется концепция «биполярного эндемизма» (Cox et al., 2016). Исследование таксономического разнообразия микроорганизмов, изолированных друг от друга, но имеющих сходный климат, Арктического и Антарктического регионов, поможет выявить наиболее интересные и простые закономерности их биогеографии. Подобие структуры полярных экосистем и колоссальные расстояния между ними обеспечат возможность проверить эффекты экологической фильтрации и ограничение распространения микроорганизмов в 19

природе (Cox et al., 2016), а также выявить сходство или различия микробных сообществ (Ricklefs, 2004). В связи с глобальными изменениями климата, ветров и течений, изменяются пути миграции птиц, морских млекопитающих и рыб. Влияние людей на Антарктиду год от года все интенсивней и шире. Вместе с ними на континент заносятся инвазивные виды микроорганизмов, в том числе микромицетов, (Vincent, 2000). Как культуральными, так и молекулярными методами, микологи обнаруживают большие численность и разнообразие эвритопных родов (Aspergillus, Penicillium, Cladosporium и др.) в антропогенных, чем в фоновых субстратах материка (Власов и др., 2012; Кирцидели и др., 2017). Однако, это не доказывает активное развитие этих микромицетов in situ. Вполне возможно, что в Антарктиде происходит лишь сохранение жизнеспособности пропагул заносных видов. Это предположение основано на двух фактах. Во-первых, существуют работы (Adams et al., 2013), показывающие возможность длительного сохранения в воздухе пропагул мелкоспоровых грибов, которые, зачастую и являются эвритопными. Во-вторых, температурные оптимумы почти всех инвазивных видов, которые часто мелкоспоровые, обычно не ниже +20°С (Vincent, 2003; Kochkina et al., 2014). В Антарктиде же такие температуры встречаются достаточно редко и их продолжительность невелика (Абрамов и др., 2011). Поэтому мы можем предположить, что заносные микромицеты, в отличии от психротолерантных стенотопных видов, не являются активным компонентом ценозов материка. 1.2.6. Некультивируемые грибы Антарктиды Известно, что классический чашечный метод посева на агаризованные среды позволяет выделить менее 2% микроорганизмов, присутствующих в природных средах (Pearce et al., 2012; Handelsman, 2004), а для грибов – до 10% (Panikov et al., 2006; Ferrari et al., 2011). Кроме того, значительная часть грибных пропагул в экстремально холодных экосистемах находится в покоящемся и трудно- или некультивируемом состоянии (Frisvad, 2008). Поэтому в последнее время для исследования микробного пула почв, в том числе антарктических, все чаще применяются метагеномные методы (Fell et al., 2006; Pearce et al., 2012; Cowan, 2014; Pudasaini et al., 2017), выявляющие многие таксоны того или иного филума. Большинство работ, выполненных этими методами в полярных областях, посвящено изучению микробиоты снега, льдов и многолетнемерзлых пород Арктики и Антарктики (Knowlton et al., 2013; Choudhari et al., 2014; Cameron et al., 2015; Simon et al., 2009; Michaud et al., 2014; Rivkina et al., 2016). Основная часть метагеномных исследований почв Антарктиды проведена только по бактериям (Pearce et al., 2012) и актиномицетам (Babalola et al., 2009), а не по грибам (Pudasaini et al., 2017). Применение высокопродуктивного секвенирования позволили выявлять более высокое филогенетическое разнообразие грибов в антарктических почвах (Fell et al., 2006; Pudasaini et al., 2017). Справедливости ради отметим, что значительная часть доминирующих грибных таксонов (например, роды Antarctomyces, Aureobasidium, Cadophora, Cladosporium, 20

Cryptococcus, Exophiala, Geomyces, Phoma, Rhodotorula, Thelebolus) обнаруженных с помощью метагеномных методов в субстратах Антарктиды, выявлялась в посевах антарктических субстратов на питательных средах различными исследователями (Cowan, 2014; Марфенина и др., 2016; Pudasaini et al., 2017). А наиболее распространенный род различных субстратах Антарктиды, Thelebolus и его анаморфа Hyphozyma, обильно вырастают в посевах и детектируется молекулярными методами (Brunati et al., 2009). Важно выявить не только разнообразие грибов, но и соотношение таксонов. В результате метагеномных исследований почв Антарктиды удалось показать доли основных родов микобиоты: Aureobasidium – 32%, Cladosporium – 15%, Melassezia – 10%, Exophiala – 10%, Nigrospora – 6%, Cadophora – 6%, Hortaea – 4%, Rhodotorula – 4%, Toxicocladosporium – 2% (Pudasaini et al., 2017). Классическая микробиология дает несколько другие данные. По ним в антарктических почвах (в порядке уменьшения обилия) преобладают роды: Geomyces, Thelebolus, Cladosporium, Cadophora, Phoma, Penicillium, Antarctomyces, Cryptococcus, Rhodotorula, Mrakia (Connell et al., 2006; Shivaji, Prasad, 2009; Кирцидели и др., 2010; Arenz, Blanchette 2011; Власов и др., 2012; Марфенина и др., 2016). Несмотря на различия в этих списках, отметим, что некоторые роды в них одинаковые, а работ с применением метагеномных методов по микобиоте почв Антарктиды пока очень мало. В связи с этим, пока не стоит экстраполировать результаты по этим методам на весь материк. 1.3. Экологические и физиологические особенности психрофильных микромицетов 1.3.1. Адаптации грибов к низким температурам Около 85% биосферы постоянно находится при температурах ниже +5С (Frisvad, 2008; Buzzini at al., 2012; Margesin, Miteva, 2011). Поэтому большинство микроорганизмов должно быть адаптировано к жизни при этих условиях. Существует множество работ, доказывающих рост чистых культур грибов и бактерий не только при околонулевых (Yergeau, Kowalchuk, 2008; Singh et al., 2011), но и при небольших отрицательных (от -5 до -10С) температурах (Mazur, 1980; Gill, Lowry, 1982; Geiges, 1996). Данных о жизнеспособности микроорганизмов при экстремальных отрицательных температурах (от -10 до 40С) значительно меньше (Rivkina et al., 2005; Panikov et al., 2006; Panikov, 2013). Клетки некоторых микроорганизмов при критически низкой температуре перестают делиться, но сохраняют физиологически активное состояние (Hassan, 2016). Предположительно, нижняя температурная граница жизни -70С (Robinson, 2001), когда останавливаются все биохимические процессы. Важно отметить, что существование микроорганизмов при отрицательных температурах не лабораторный феномен, а обычное природное явление (Panikov, 2013). Известно, что при небольших отрицательных температурах в почвах доминируют микромицеты (Pseudogymnoascus pannorum) и дрожжи (Leucosporidium, Cryptococcus, Mrakia), а не бактерии (Panikov, 2013). Есть исследования 21

посвященные измерению эмиссии СО2 из почв под снежным покровом, имеющих температуру до -39С (Oechel et al., 1997, Panikova et al., 2006). Для некоторых чистых культур из экстремально холодных местообитаний достоверно показан метаболизм: Cladosporium cladosporioides, C. herbarum, Cadophora sp., Penicillium crustosum, P. brevicompactum – при -2С, Cladosporium herbarum – -6С , Cladosporium cladosporioides – -10С (Onofri et al., 2004) и даже при -12С (Mazur, 1980). У таких штаммов иногда обнаруживают специфические метаболиты и иногда морфологические отличия от мезофильных штаммов (Gostinčar, Turk, 2012). Многие микроорганизмы холодных экосистем являются психротолерантными и психрофильными. К последним относятся организмы, способные метаболизировать при температурах ниже +20С и имеющих оптимум роста при +15С (Cavicchioli et al., 2002; Bratchkova, Ivanova, 2011). Для психротолерантов верхняя температурная граница жизни и оптимальная температура на пять градусов выше, чем у психрофилов. Классические методы микробиологии показывают, что истинных психрофилов, даже в экстремально холодных экосистемах, мало (Frisvad, 2008). Большинство изолятов оказываются психротолерантами (Кочкина и др., 2012). Вероятно, такие данные связаны с тем, что на искусственных питательных средах физиология микроорганизмов меняется, становясь другой, чем в природных местообитаниях (Buzzini et al., 2012; Maggi et al., 2013). Однако из орнитогенных почв Антарктиды выделяли и термофильных микромицетов, например, Aspergillus fumigatus, Myceliophthora thermophila, Chaetomium gracile, Thermomyces lanuginosus (Roser et al., 1993; Власов и др., 2012), способных расти при +45°С (Ellis, 1971). Этот факт указывает на многообразие экологических ниш континента. С другой стороны, психрофилов достаточно много не только в полярных, но и в умеренных широтах (Buzzini et al., 2012). Предполагают, что психрофилы и психротолеранты – минорный компонент в биогеоценозах с теплым и жарким климатом, потому что эти экологические группировки имеют более низкую ферментативную и транспортную активность (Buzzini et al., 2012). Многие грибы экстремально холодных экосистем могут легко преодолевать такие неблагоприятные факторы, губительные для других организмов, как быстрые циклы замораживания-оттаивания, низкие отрицательные температуры, повышенный уровень УФ излучения, иссушение, и засоление (McKenzie et al., 2003; Selbmann et al., 2014; Robinson, 2001; Onofri et al., 2004). Механизмы адаптаций психрофилии до конца еще не раскрыты, хотя известно, что у психротолерантных штаммов всегда высоко содержание трегалозы, сахароспиртов, многоатомных спиртов, белков-антифризов и ферментов, работающих при низких температурах (Weinstein et al., 2000; Robinson, 2001). Значительная часть авторов считает основным криопротектором у грибов трегалозу (Кочкина и др., 2012). Есть ряд предпосылок считать, что мицелиальные грибы и дрожжи лучше, чем другие сапротрофы адаптированы к существованию в экстремально холодных биогеоценозах (Panikov, 2013). Во-первых, у грибов есть мицелий (а у некоторых 22

дрожжей – псевдомицелий), с помощью которого они могут искать благоприятные микрозоны в таких субстратах, как почвы и грунты. Грибы успешнее и быстрее бактерий осваивают указанные гетерогенные среды. Вовторых, микобиота дает резкий и быстрый экспоненциальный рост (по сравнению с бактериями и археями) при небольших отрицательных температурах, а также лучше бактерий переживает частые замораживания и оттаивания (Sharma et al., 2006). В-третьих, обычно грибы хорошо адаптированы сразу ко многим стрессам (низкие температуры, влажность и количество органики, высокие дозы УФ и т.п.), а бактерии – только к одному. Часто они более узкоспециализированы, чем грибы. Поскольку при отрицательных температурах резко снижается доступность воды для организмов (осмотический стресс), велика роль ксерофилии для психрофилов. Среди микобиоты много ксерофитных видов, адаптированных к низкой активности воды (Frisvad, 2008). Так, оптимум этого показателя (аw) для Aspergillus sydowii и A. versicolor равен 0.78, для Penicillium aurantiogriseum – 0.79, для Geomyces pannorum – 0.89 (Onofri et al., 2004). В-четвертых, рост, развитие и обмен веществ грибов (в особенности, дрожжей) при низких температурах более сбалансирован, чем у бактерий. Эта адаптация позволяет грибам более полно и экономно потреблять энергию из бедных субстратов, которые преобладают в холодных ценозах (Panikov, 2013). Психрофильная микобиота способна синтезировать особые белки, способствующие сохранению клеток в низкотемпературных условиях. К ним, например, относятся так называемые белки CAP – сold adaptive proteins, образующиеся только при низких температурах (Mojib et al., 2011), а также белкиантифризы, AFP – antifreeze protein (Hishino et al., 2003; Dolev et al., 2016). Одна из адаптаций психрофильных микроорганизмов, дающая возможность роста при отрицательных температурах – накопление насыщенных жирных кислот в клетке, которые увеличивают текучесть цитоплазмы (Maggi et al., 2013). Например, антарктические штаммы видов: Cadophora fastigiata, Geomyces pannorum, Mortierella alpina и M. antarctica синтезируют значительное количество арахидониковой и линолиевой жирных кислот. У микобиоты холодных местообитаний накапливаются специфических фосфолипиды и липиды в клеточных мембранах, действующие как антифризы (Maggi et al., 2013). Микобиота экстремально холодных местообитаний, в отличии от ряда бактерий, часто имеет ряд ферментов, активно работающих и при околонулевых температурах. Поэтому именно грибы и дрожжи наиболее важны в круговороте углерода низкотепературных экосистем (Singh et al., 2014; Gupta et al., 2015). Преимуществом психрофильных грибов перед бактериями является синтез микоспоринов, играющих важную роль в защите от ультрафиолетового излучения и иссушения (Gorbushina et al., 2003; Kogej et al., 2006). Например, много этих веществ обнаружено у антарктических штаммов видов Trichothecium roseum и Rhodotorula sp. (Hassan et al., 2016). У психрофильных штаммов часто отмечают увеличение количества супероксиддисмутазы, уменьшающей окислительный стресс при низких температурах (Maggi et al., 2013). Грибы экстремально 23

холодных экосистем синтезируют и аккумулируют антиоксиданты и гликоген, препятствующие стрессам в таких биотопах (Gocheva et al., 2009). 1.3.2. Вторичные метаболиты психрофильных микромицетов Штаммы микромицетов из экстремальных местообитаний часто синтезируют вторичные метаболиты (ферменты, антибиотики, пептиды, токсины и др.), представляющие большой интерес для биотехнологии (Brunati et al., 2009; Bratchkova, Ivanova, 2011; Pudasaini et al., 2017). Поиск этих веществ у микобиоты Антарктиды начался только в последние годы XX века, поэтому функциональная роль антибиотиков и ферментов антарктических штаммов пока не исследованы (Bratchkova, Ivanova, 2011). Наибольший биотехнологический потенциал среди изолятов экстремальных экосистем, вероятно, будут иметь штаммы из Арктики и Антарктики (Bratchkova, Ivanova, 2011). Так, штамм вида Cladosporium cladosporioides из Антарктиды продуцирует такие ингибиторы протеинкиназ, как кальфостины и изокладоспорины; штамм Penicillium islandicum из полярных регионов может синтезировать: исландицин, эмодин, эндокроцин, скайрин, а также множество токсинов. Гренландский штамм P. griseofulvum на некоторых средах продуцировал гризеофульвин, роквифортин, чаноклавин и другие соединения с антимикробной активностью; штамм P. coprobium из Арктики имел следующие ценные вторичные метаболиты: стирены, патулин, циклопиамин, неоксалин (Bratchkova, Ivanova, 2011). Многие микромицеты холодных местообитаний продуцируют разнообразные по природе токсины (Brunati et al., 2009). В тоже время из-за изолированности Антарктиды от других материков и чрезвычайно суровых климатических условий, усложняющих, биотехнологический потенциал микромицетов раскрыт здесь далеко не полностью (Gonçalves et al., 2015). Большинство работ по анализу ферментативной активности микобиоты Антарктиды проведено в отношении экзоферментов. Статей по их качественной оценке непосредственно в почвах материка – единицы (Tscherko et al., 2003), в то время, как по чистым культурам – десятки. Особенно подробно проанализированы культуральные липазы и амилазы (Loperena et al., 2012; Carrasco et al., 2012), причем преимущественно, для дрожжей, а не микромицетов (Fenice et al., 1997; Tanino et al., 2009). Thelebolus microsporus, Rhodotorula glacialis, R. psychrophenolica имеют альфа-амилазы, работающие в диапазоне от +4 до +20°С (Singh et al., 2014). Значительная часть психоротолерантных дрожжей имеет высокую липазную активность при низких температурах (Tanino et al., 2009), а антарктический штамм Cryptococcus gilvescens – значительную амилазную активность. Много ценных для промышленности липаз у высокоширотных штаммов Alternaria sp., Aspergillus versicolor, Cladosporium cladosporioides и Phoma sp. (Fenice et al., 1997). Нередко изучается и фосфотазная активность дрожжей экстремально холодных биотопов. Например, антарктический штамм Mrakia sp. показал высокие значения по этому параметру при температурах от +4 до +15°С (Gupta et al., 2015), а у психротолерантных изолятов Aspergillus niger и Penicillium citrinum выявлена работа фосфотаз даже 24

при околонулевых температурах (Singh et al., 2011, Gawas-Sakhalkar et al., 2012) Относительно часто изучались хитиназы и гемицеллюлазы (манназы и ксиланазы) (Bradner et al., 1999; Fenice et al., 2012). Кроме того, есть данные о термостабильных ксиланазах у микобиоты холодных биотопов (Scorzetti et al., 2000). Проведено мало исследований о таких важных для функционирования экосистем экзоферментов у полярных штаммов грибов, как целлюлазы и эстеразы (Vaz et al., 2011). Так, Cladosporium oxysporum и Geomyces sp. из арктических биотопов имеют целлюлазы, хорошо работающие при +4°С (Duncan et al., 2008). В значительной части этих работ результаты оценены лишь качественно на питательных средах, а не количественно (Krishnan et al., 2011; Duncan et al., 2006). Важно также иметь сведения о разложении сложного по строению, но распространенного полимера – лигнина, в экстремально холодных экосистемах. Сейчас нет данных, подтверждающих наличие лигнинолитической активности у штаммов микромицетов и дрожжей, выделенных из Антарктиды (Loperena et al., 2012). Это, вероятно, связано с отсутствием нативной древесины на континенте. Известно, что часть ферментов, полученных из психротолерантов и психрофилов, может быть активно в широком диапазоне температур. Например, у выделенной с ледников микобиоты (Aspergillus ustus, Cryptococcus gilvescens, Mrakia gelida и Rhodotorula laryngis) отмечены протеазы, активные в диапазоне от +4 до +50°С. Опубликовано мало статей по грибным эндоферментам антарктических штаммов. В первую очередь, имеются данные по антиоксидантным (супероксиддисмутазам и каталазам) энзимам (Gocheva et al., 2009; Tosi et al., 2010). Данные ферменты имеют важное значение в стрессорных условиях с чрезвычайно низкими температурами и высоким уровнем УФ излучения, резко повышающим количество активных форм кислорода в клетке. В конце прошлого века грибы из умеренных климатических зон использовались как источники биологически активных вторичных метаболитов, шаблонов для синтеза лекарств и пестицидов (Егоров, 2004). Сейчас микологи все чаще ищут продуцентов антибиотиков в экстремальных местообитаниях, поскольку у таких штаммов часто обнаруживают отличные новые биологически активные элементы (Santiago et al., 2012). Большинство антибиотиков получено из почвенных штаммов микромицетов (Егоров, 2004; Kawaguchi et al., 2013). Поэтому для поиска новых веществ данного класса, изоляты этой среды обитания наиболее перспективны. Возможности синтеза антибиотиков у микромицетов с пониженным температурным оптимумом плохо изучены, поскольку тесты на такую способность проводят с термотолерантными культурами. Несмотря на это, изоляты микроорганизмов из чрезвычайно холодных экосистем являются объектами поиска новых антибиотиков (Tosi et al., 2010). Такие исследования проведены, в основном, в отношении антарктических штаммов бактерий (Gesheva, 2010; Tomova et al., 2015), в то время как антагонистической активности микромицетов субстратов Антарктиды до последних лет почти не уделялось внимания (Giudice, Fani, 2016). Кроме того, значительная часть работ по поиску продуцентов антибиотиков посвящена микроскопическим грибам морских, а не 25

более перспективных, в данном ракурсе, наземных экосистем (Furbino et al., 2014; Henríquez et al., 2014). На настоящий момент выделено немного чистых антибиотиков и токсинов из полярных штаммов микромицетов. Большинство продуцентов относятся к роду Penicillium (Brunati et al., 2009). Например, арктический изолят P. nalgiovense синтезировал фунгицидное соединение полиенолового ряда – «амфотерицин B» (Svahn et al., 2015), а Geomyces sp. 2481 – антимикотик «геомицин B» и бактерицидное вещество – «геомицин C» (Li et al., 2008). Штамм P. islandicum из антарктических биотопов продуцирует целый ряд биохимически ценных антиметаболитов: исландицин, эмодин, эндокроцин, скайрин, флавоскайрин, руброскайрин, хризофанол, розеоскайрин, иридискайрин (Bratchkova, Ivanova, 2011). Считается, что антибиотики, полученные из психрофильных и психротолерантных штаммов, несколько отличаются от продуцируемых аналогов мезофильными штаммами (Sánchez et al., 2008), что, безусловно, важно в борьбе с толерантными формами микроорганизмов патогенов человека. Глава 2. Объекты и методы исследования 2.1. Объекты исследования 2.1.1. Почвы и грунты Объектами в диссертационной работе являлись почвенные образцы, отобранные и описанные участниками 55-58-й Российских Антарктических экспедиций (Мергеловым Н.С., Долгих А.В., Лупачевым А.В., Абакумовым Е.В., Зазовской Э.П.) в оазисах: Ширмахер (ст. Новолазаревская), Холмы Тала (ст. Молодежная), Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс), у мыса Беркс (ст. Русская), а также на Субантарктических островах Галиндез и Кинг-Джордж (ст. Арцтовски и ст. Академик Вернадский) (рис. 1). Всего исследовано 24 профиля почв континентальной Антарктиды. Кроме того, изучено 12 образцов поверхностных горизонтов различных типов почв с островов Субантарктики. Всего проанализировано 95 антарктических образцов. Места их отбора отмечены на рис. 1. Все образцы собраны с соблюдением условий стерильности и до начала исследования хранились в морозильной камере при температуре -18ºС. 26

Рис. 1. Станции отбора образцов. Согласно полевому описанию и результатам химического анализа, изученные почвы отнесены к типам: Lithic Haplorthels, Typic Haploturbels, Typic Haplorthels, Aquic Haploturbels, Regoliths, Relic Ornithosols и др. (Soil Survey Staff. Keys to Soil Taxonomy (11-th edit., 2010). Некоторые почвы не всегда удавалось корректно вписать в современные классификации. В настоящей работе объекты рассматриваются по группам первичных продуцентов пула органического вещества в ландшафтах оазисов и их локализации в почвенном профиле (Горячкин и др., 2009). Были выделены следующие группы объектов: I. Почвы с гиполитными (от др. греч. ὑπό – «снизу, под», λίθος – «камень») органогенными горизонтами, в которых первичные продуценты – цианобактерии и зеленые водоросли. Органогенные горизонты формируются под покровом естественных «каменных мостовых», обеспечивающих защиту от ветра, удержанию влаги и уменьшению интенсивности УФ (Chan et. al., 2012; Pointing, Belnap, 2012). Представлены во влажных долинах оазисов или в небольших 27

ветровых «убежищах» при периодическом увлажнении талыми водами снежников; II. Почвы с поверхностными (эпиэдафическими) органогенными горизонтами – моховым и лишайниковым покровом, под которым возможно формирование оторфованных горизонтов. Встречаются во влажных долинах или ветровых «убежищах» с обильным увлажнением талыми водами снежников (Мергелов, 2014; Dolgikh et al, 2015); III. Почвы с поверхностными органогенными горизонтами в виде альгобактериальных матов. Формируются в субаквальных условиях на берегах озер на богатых органическим веществом сапропелевых отложениях. В них активно развиваются глеевые процессы (Dolgikh et al, 2015; Mergelov et. al., 2015). Сочетания макрогоризонтов окисленного и редуцированного глея образуют профили, схожие с профилями глееземов на других континентах; IV. Почвы без макроскопических органогенных горизонтов, так называемые «безгумусные почвы» (по Tedrow, Ugolini, 1966), которые российские исследователи иногда относят к почвоподобным телам. Функционирование организмов, осуществляющих первичную продукцию органического вещества, в таких образованиях невозможно или сильно заторможено из-за недостатка увлажнения. Однако они могут содержать органический углерод в небольших количествах; V. Эндолитные почвоподобные тела, формирующиеся на поверхности скальных пород. Описание некоторых свойств изученных почв представлены в таблицах 1 и 2. Образцы из оазиса Холмы Тала (ст. Молодежная) отобраны по катене (рис. 2). 28

Рис. 2. Почвы межсопочной долины (Холмы Ларсеманн). Климат, растительность, микробиота и условия почвообразования в этих регионах значительно отличаются. Основные первичные продуценты оазиса Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс) – мхи, лишайники и альго-бактериальные маты. Высшие растения отсутствуют. Почвенный покров этой части Антарктиды представлен лептосолями (по WRB, 2006) и/или энтисолями (по Soil Taxonomy, 2006) мощностью менее 10 см (Мергелов, 2014). Деятельный слой летнего оттаивания лишь частично затронут почвенными процессами. Его мощность, в зависимости от разных факторов (рельеф, характер пород и др.), колеблется от 20 до 90 см. Максимальную влажность почв обычно отмечают на глубине 10-20 см, где происходит латеральная миграция надмерзлотных вод (Kaup, Burgess, 2002). Несмотря на постоянное переувлажнение, в оазисе Холмы Ларсеманн практически нет оглеенных почв. Все они имеют слабокислую или нейтральную реакцию среды (рН) и легкий механический состав с преобладанием песчаных фракций. Доля углерода доходит до 10.4%, а азота – до 0.5%. Гумусовых веществ крайне мало. Такие высокие значения показателей этих элементов можно объяснить значительным привносом отмерших органических остатков растений и животных. Необычным, по отношению к почвам не экстремальных экосистем, является факт наибольшего прироста мхов и лишайников на небольшой глубине (2-3 см) от дневной поверхности (Мергелов, 2014). Интенсивное летнее излучение солнечный УФ подавляет их рост, а резкие перепады температур и ураганный ветер может уничтожить растительность. Поверхностный горизонт служит защитой от этих губительных факторов. Оазис Холмы Тала (ст. Молодежная) распложен в западной части Земли Эндерби. Данный оазис состоит из двух участков: Молодежный и Вечерний, общей площадью около 20 км2. Климат этого района более суров по сравнению с наиболее теплыми прибрежными оазисами Восточной Антарктиды (Вестфоль, Ларсеманн). Это связано с его небольшой площадью, вытянутостью в субширотном направлении, близком расположении к леднику. Большая часть территории оазиса Холмы Тала занимают скалистые гряды и холмы, в том числе низкие горы (до 280 м). Данные территории имеют наиболее тяжелый гранулометрический состав среди антарктических почв, при этом формируются 29

структурные грунты. Они могут быть безжизненными или фрагментарно покрыты мхами и водорослевыми пленками (Долгих и др., 2014). Для скальных обнажений характерны стратифицированные корки выветривания, эндолитные и эпиэндолитные почвоподобные тела. Межгрядовые долины с тающими летом снежниками являются важными объектами органо-минеральных взаимодействий с высоким биоразнообразием. Структура почвенного покрова этих влажных долин сходна с таковой в оазисе Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс). В днище долины под водными потоками на мелкоземистых отложениях аллювиального генезиса широко развиты альго-бактериальные маты, которые могут образовывать сплошные черные пленки. По классификации Soil Taxonomy (11-th edit.) почвы отнесены к (Oxy)Aquic и Fluventic Haploturbels, Fluventic Haplorthels. На выходе из зоны водотоков состав первичных продуцентов меняется. Появляются мхи родов Bryum и Ceratodon, которые развиваются под «каменной мостовой» («пустынной мостовой»). Под моховыми подушками располагается минеральный горизонт с грубым органическим веществом и доминировании микобиоты, выраженным в обильном распространении грибного мицелия на зернах крупного песка (Мергелов, 2014). Криотурбации здесь обычно проявляются слабо. В этом оазисе распространены почвы типов Typic Haploturbels и Typic Haplorthels (по классификации Soil Taxonomy, 11-th edit.). На плакорах и высоко по склону влажных долин мхи и лишайники на поверхности не встречаются. Под «каменной мостовой» формируются оливковый органоминеральный горизонт мощностью 1-2 см с водорослями. Привнос влаги здесь связан с таянием снега весной, а также летними снегопадами. Тут формируются почвы Typic Haplorthels и Typic Haploturbels (по классификации Soil Taxonomy, 11-th edit.). Выше по склону количество влаги в верхней части профиля резко падает. Здесь преобладают «безгумусовые» почвы Typic Haploturbels/Haplorthels (Soil Taxonomy, 11-th edit.). Эти почвы являются наиболее распространенными не только в долинах, но и в других территориях с гравийно-песчаными отложениями. Максимум первичных продуцентов в оазисе приурочен к ветровым убежищам на элюво-делювии и наскальных ваннах. Орография оазиса способствует широкому распространению таких убежищ. Здесь формируются мощные моховые покровы с лишайниками, а под ними органо-минеральные почвы с торфяно-перегнойными горизонтами до 15 см (Долгих и др., 2014). Континентальный оазис Ширмахера (ст. Новолазаревская) располагается в центральной части Земли Королевы Мод (Берег Принцессы Астрид; 70°44'70°46'30'' ю.ш., 11°21'-11°54'30'' в.д.) в 80 км от моря Лазарева. Территория протяженностью 18 км при ширине от 0.6 до 3.5 км вытянута в субширотном направлении вдоль склона материкового ледника, общая площадь оазиса около 30 км2. Эту территорию сложно назвать береговым оазисом, поскольку он находится в 80 км от моря Лазарева. По этой причине он – один из самых холодных оазисов материка. Среднегодовая температура воздуха здесь составляет 10.3 °С, максимальная -0.4°С, а минимальная -17.9°С. При низких температурах воздуха интенсивная солнечная радиация в летнее время приводит к нагреванию поверхности. Поверхности скал без растительности из-за большой активности 30

солнца могут нагреваться до +42°С, что может давать возможность развиваться здесь даже термофилам. Слой сезонного протаивания почв и грунтов колеблется от 30 до 120 см. Летом скорость ветра доходит до 30-35 м/с, а зимой – до 50-55 м/с. Среднегодовая сумма осадков относительно велика для Антарктиды – 241 мм. Условий почвообразования подробно описаны в работе Зазовской Э.П. с соавторами (Zazovskaya et al., 2015). Большинство почв представлено следующими типами: под моховым покровом – Typic Haploturbels-Haplorthels и Lithic Haploturbels-Haplorthels, Typic Aquorthels Haplorthels; в субаквальных условиях озер – Typic Haploturbels; на сухих пустошах – Typic Haplorthels. Почвы оазиса Ширмахер менее развиты, чем в других прибрежных территориях Восточной Антарктиды из-за более сурового климата и меньшим привносом органики, так как птичьих базаров тут практически нет. Мыс Беркс в Западной Антарктиде (ст. Русская) отличается особенно сильными ураганными ветрами (их средняя скорость составляет 13 м/с, а максимальная – до 60 м/с), зачастую сносящими мхи и лишайники, приводящие к эрозии почвы. Однако, большая часть площади мыса Беркс (до 60-80%) все-таки покрыта цианобактериями, водорослями, мхами и лишайниками. Другая особенность этого региона – огромное для Антарктиды количество осадков (до 2000 мм/год), что в 4-10 раз выше, чем в других районах континента (кроме Антарктического полуострова) (Лупачев, Абакумов, 2013). В силу действия этих двух факторов (сильного ветра и обильных осадков) горные породы у станции Русская постоянно сильно особенно интенсивно выветриваются. Поэтому здесь часто идет образование таких объектов как листоватый элювий, эоловые останцы, десквамационные корки, а также «каменных мостовых» – специфических, характерных только для Антарктиды образований. Органическое вещество почв этого антарктического региона преимущественно представлено остатками лишайников и мхов, а не гумусом. Покров первичных продуцентов, в основном, состоит из лишайника Umbrilicaria decussata. Кроме того, на этой территории представлено 4 вида мхов и 26 видов лишайников, что является высоким показателем для континентальных районов материка. Недостаточная изученность и сложность объектов почв Западной Антарктиды не дает нам возможность представить названия всех изученных нами почв по международным классификациям. Ввиду этого, приводим сленговые названия, указанные в работах коллег. Нами исследованы: сухие почвами под лишайниками, реголиты (каменистые россыпи), «каменные мостовые» без органических остатков или с альго-бактериальными матами и т.д. (Лупачев, Абакумов, 2013). Остров Галиндез (ст. Академик Вернадский) расположен к северу от Антарктического полуострова. До 1996 года станция на этом острове называлась «Фарадей» и принадлежала Великобритании. Климат на острове типичный Субантарктический. Растительный покров лучше развит относительно материка, и представлен куртинами злаков (Deschampsia antarctica) и мхов (Polytrichum piliferum Hedw., P. alpinum (Hedw.) G.L.Sm), а также кустистыми и накипными лишайниками (Usnea antarctica Du Rietz, Umbilicaria аntarcticа Frey & I.M. Lamb, Lecidea spp.). Материнские породы образованы преимущественно в ходе 31

вымораживания и морозного выветривания (Рошаль и др., 2013). Поэтому почвы здесь представлены преимущественно грубоскелетным элювием коренных пород с растительными остатками, а не гумусом в качестве органической части. Станция Артцовски расположена в Субантарктике, на о. Кинг-Джордж. Среднегодовая температура воздуха здесь достаточно высока -1°С, по сравнению со значениями для континентальной Антарктиды. Этот остров – один из самых теплых в морской Антарктике. Растительный покров схож с таковым на Галиндезе. Почвы, в основном, представлены петроземами, посторнитосолями и грунтами различного генезиса подо мхами и альго-бакетиральными матами (Vlasov, Abakumov et. al., 2005). Согласно международной классификации почвы о. Кинг-Джордж и о. Галиндез относятся к Ornithosol и Leptosol (Soil Survey Staff. Keys to Soil Taxonomy (11-th edit.), 2010). Подробное описание всех этих антарктических почв приведено в работах сотрудников Института географии РАН Мергелова Н.С., Горячкина С.В., Долгих А.В. с соавторами (Горячкин и др., 2009; Горячкин, 2014; Долгих и др., 2014; Dolgikh et al., 2015; Mergelov et al., 2015;). 32

Таблица 1. Описание исследуемых почв (оазисы: Холмы Ларсеманн и Тала, Ширмахер, мыс Беркс). Место отбора Холмы Ларсеманн, днище влажной долины с криогенными полигонами Координаты pH водной вытяжки I. Почвы с гиполитными органогенными горизонтами GP/Balgae/Bmoss 14P1/T2 GP/Balgae, 0-1 6.70 69°24'07.9'' ю. ш. GP/B +B ,1-2 6.20 algae moss 76°20'51.2'' в. д. B , 1-5 7.20 1fungi 69°24'06.5''ю. ш. B2, 5-15 7.10 76°20'55.1'' в. д. Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, микроложбина между криогенными полигонами 69°24’06,5” ю. ш. 76°20’55,1” в. д. Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, криогенный полигон 69°23’16,2” ю. ш. 76°22’21,0” в. д. Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, микрозападина № разреза (образца) Горизонт, глубина см N % 0.74 1.24 0.28 0.11 0.07 0.09 0.04 0.01 10-15L1 GP/Balgae, 0-1 В1, 1-3 В2, 3-10 6.85 6.30 7.70 0.37 0.22 0.11 0.04 0.04 0.01 10-04 GPalgae, 0-1 B, 20-30 7.30 6.00 0.48 0.22 0.04 0.02 10-06 GP/Balgae, 0-2 T/Ah, 2-4 В, 4-10 В, 10-20 6.95 5.25 5.55 6.85 0.12 8.74 0.26 0.17 0.02 0.48 0.03 - 10-11 GPalgae, 0-2 W, 2-20 B (линза), 10-20 7.15 6.80 6.90 0.45 1.38 0.14 0.05 0.07 0.01 GP/Balgae, 0-1 В, 1-4 GP, 0-2 В1, 2-10 В2, 10-20 GPalgae/W, 2-5 BF, 8-12 6.90 8.10 8.20 7.15 5.50 6.70 6.80 0.64 0.24 0.25 0.14 0.08 0.91 0.32 0.07 0.04 0.05 0.03 0.11 0.05 AD-58-16 GP/Balgae, 0-1 7.20 0.45 0.06 AD 58-48 GPalgae, 0-1 B, 4-7 BC, 20-25 - - - 69°23'24.2'' ю. ш. 76°24'11.7'' в. д. 69°23'03.4'' ю. ш. 76°22'38.2'' в. д. 69°24'06.9'' ю. ш. 76°20'55.8'' в. д. Холмы Ларсеманн, cклон влажной долины, северо-восточная (теплая) экспозиция 69°23’37,20” ю. ш. 76°21’32,7” в. д. Холмы Ларсеманн, ветровое «убежище» в наскальной ванне Холмы Ларсеманн, днище влажной долины с криогенными полигонами 69°23’03,4” ю. ш. 76°22’38,2” в. д. М1 69°24'07.9'' ю. ш. 76°20'51.2'' в. д. 10-15Р1 Холмы Тала, днище влажной долины, рядом с водотоком талых вод снежника Холмы Тала, мелкая депрессия на водоразделе Холмы Тала, влажная долина 69°24'06.5''ю. ш. 76°20'55.1'' в. д. AD-58-43 67°39'31.1'' ю. ш. 45°51'27.1'' в. д. 69°23'24.2'' ю. ш. 76°24'11.7'' в. д. C

II. Почвы с поверхностными органогенными горизонтами О (подстилки) М3 О, 0-1 В, 1-2 10-08 O/GP1, 0-1 O/GP2, 0-1 B, 20-30 10-20 Снежник над 67°39'33.1'' ю. ш. моховой подушкой, 45°51'23.2'' в. д. 5-0 67°39'47.4'' ю. ш. Ткани мха Bryum 45°52'22.6'' в. д. pseudotriquetrum 67°39'31.3'' ю. ш. O/GP, 0-1 45°51'27.3'' в. д. O/T, 0-1 74°45'45.9'' ю. ш. О, 0-1 136°47'58.0'' з. д. W, 1-2 B2 fungi, 2-3 Холмы Тала, влажная долина, ветровое AD-58-02 O, 0-3 «убежище», моховой покров AD-58-01 O/T, 0-3 74°46'04.3'' ю. ш. W, 3-5 136°47'38.4'' з. д. Холмы Тала, днище влажной долины, 69°24'08.3'' ю. ш. AD 58-44 О, 0-2 рядом с ручьем талых вод, моховой 76°20'52.0'' в. д. покров B1, 3-5 B2, 7-10 69°23'24.5'' ю. ш. Холмы Ларсеманн, днище влажной долины Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, рядом с водотоком талых вод снежника Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, моховой покров 69°24'08.3'' ю. ш. 76°20'52.0'' в. д. 69°23'24.5'' ю. ш. 76°24'14.0'' в. д. 5.15 5.15 7.10 5.90 - 5.85 0.85 1.92 - 0.50 0.08 0.22 0.02 - - - - 5.60 5.70 5.40 5.70 5.50 2.09 1.46 7.55 4.18 6.21 0.19 0.16 0.64 0.42 0.74 5.50 6.10 0.82 0.44 0.11 0.06 5.38 5.33 5.45 0.91 0.56 0.37 0.27 0.13 0.90 8.64 7.55 0.93 0.67 27.23 2.47 0.52 1.77 0.14 0.04 76°24'14.0'' в. д. м. Беркс, сухое местообитание, преобладают лишайники LA55-Rs-01 2-7 7-31 31 67°39'33.1'' ю. ш. 45°51'23.2'' в. д. 67°39'47.4'' ю. ш. 45°52'22.6'' в. д. м. Беркс, влажное местообитание, LA55-Rs-06 0-4(7) 5.01 преобладают мхи и лишайники 4-16 5.34 III. Почвы с поверхностными органогенными горизонтами Оalgae-bact (альго-бактериальные маты) Холмы Ларсеманн, низкий берег озера, 69°23'11.1'' ю. ш. 10-30 Оalgae-bact, 0-3 7.70 глеезем на сапропелевых отложениях 76°22'31.0'' в. д. W, 3-17 7.20 G1, 3-17 6.80 34

Холмы Ларсеманн, высокий берег 67°39'56.9'' ю. ш. озера, псаммозём псевдофибровый 45°53'46.2'' в. д. глееватый на сапропелевых отложениях 10-32 Холмы Тала, крупная озерная депрессия, глеезем с признаками сульфидного засоления AD-58-19 67°39’56,9” ю. ш. 45°53’46,2” в. д. G2, 17-27 G3, 27-45 G3 под G2, 27-28 6.80 7.10 6.60 0.29 0.35 0.41 0.03 0.03 0.04 GP/ Оalgae-bact, 0-2 Сff, 2-20 Cff/Cg, 20-30 Cg, 30-50 Cg, 50-60 Оalgae-bact/W, 0-1 7.45 7.10 6.95 6.80 6.90 - 1.18 0.44 0.31 0.20 0.17 - 0.11 0.05 0.03 0.02 0.01 - - - 0.14 - 0.12 0.15 1.10 0.60 0.30 0.11 31.45 3.26 1.93 0.21 27.23 1.77 - - Gox, 1-5 G, 25-30 IV. Почвы (почвоподобные тела) без макроскопических органогенных горизонтов Холмы Тала, высокий борт долины, AD-58-49 GP, 0-1 7.30 67°39'31.8'' ю. ш. увлажнение талыми водами 45°51'23.1'' в. д. отсутствует AD 58-40 GP, 0-1 7.10 67°40'09.3'' ю. ш. В, 5-10 6.70 45°51'49.5' в. д. м. Беркс, борт долины, увлажнение LA55-Rs-05 0(1)-5 6.01 74°46'12.5' ю. ш. талыми водами отсутствует 5-17 5.37 136°47'51.1'' з. д. Отдельные объекты Холмы Ларсеманн, альго48 Мат, 0-3 7.40 69°23'10.9'' ю. ш. бактериальные маты и осадки на дне 46 Донный осадок, 4-10 7.90 76°22'30.2'' в. д. действующих озер 49 Альгобактериальный 7.70 мат, субаквальные условия, водоток, 0-3 Холмы Ларсеманн , орнитогенная 10-44 Органогенный 69°22'24.10'' ю. ш. почва, содержит перья и продукты горизонт из 76°23'17'' в. д. распада гуано пингвинов Адели водоросли Prasiola crispa AD-58-15V Wcyanobacteria, 6.90 эндолитный органогенный горизонт, 0-1 35 1.94 0.15

8.1 8.2 8.3 11.1 11.2 11.3 12.1 Образцы загрязненные нефтепродуктами Фоновая незагрязнённая почва, участок «чёрное озеро», 0-2 Подъем к площадке «Глонасс». Дорога для доставки стройматер-ов. свежее загряз 1-го года, 0-3 Дорога на аэродром, старое загрязнение нефтепродуктами 70°45'00'' ю. ш. 11°40'17'' в. д. 12.2 12.3 36 - - - - - - - - - - - -

Таблица 2. Описание исследованных субантарктических почв (о-ва Галиндез и Кинг-Джордж). Место отбора № pHводн. С N Образца % о. Галиндез, Leptosol Куртина Sanionia sp. G2 6.10 6.70 1.20 Долина мертвого мха G3 5.80 59.60 3.24 «Почва-амфибия» на литорали G4 5.30 35.50 2.81 Крупнощебнистый грунт с G5 7.05 41.90 2.40 небольшим количеством мелкозема Андезитовая скала с G6 6.01 5.33 0.40 лишайниковым Покровом Почва под моховым покровом G7 5.23 43.62 2.10 Polytrichum srictum Bridel, J. Bot. (Schrader) Скала с никипными лишайниками G9 и мхом Sanionia sp. о. Кинг-Джордж (ст. Арцовски), Leptosol Щучковая тундра с А1 5.50 5.80 0.58 доминированием Deschampsia antarctica Щучковая тундра с А3 6.0 8.10 0.96 доминированием Deschampsia antarctica Пятно пучения А4 4.60 1.30 0.37 Андезитовая скала с А5 лишайниковым покровом Usnea antarctica Свежая незаросшая поверхность. А6 7.10 0.08 0.01 Морена Примечание: «-» – нет данных. Также проанализированы альго-бактериальные маты и осадки на дне озер (табл. 1). Эти наиболее биогенные образования в оазисах, формирующиеся в условиях избыточного увлажнения, выбраны для сравнения с почвами берегов озер и другими объектами. Изученные образцы Субантарктических почв, формирующиеся в относительно теплом климате, представлены в таблице 2. Образцы для эксперимента-сукцессии Для моделирования влияния глобального потепления климата на микобиоту в экстремально холодных экосистемах, а также для выявления оптимальных условий развития микромицетов в антарктических почвах применяли сукцессионный подход (Звягинцев, 1991). Было выбрано два образца почв Антарктиды, контрастных по содержанию органического вещества и отобранных из типичных, но сильно отличающихся биотопов (влажной моховой долины и «каменной мостовой»). Подробная характеристика биотопов и описание условий почвообразования приведены в работе Мергелова Н.С. (Мергелов и др., 2012), а также ниже в тексте.

Описание образцов для эксперимента-сукцессии таково. Номера образцов – 11 и 23. Они отобраны в окрестностях станции Молодежная, Земля Эндерби, оазис Холмы Тала. Образец № 11 из-под «каменной мостовой» (далее образец с низким содержанием органического вещества – НСОВ) (0.14% углерода; 0.03% азота) и был представлен минеральным материалом – ржаво-бурым крупнозернистым песком. Он взят из разреза номер 10-15Р1, заложенного в микроложбине, где отсутствуют мхи и лишайники из горизонта В1 с глубины 2-10 см (табл. 1). Другой образец, № 23, богатый органическим веществом (далее БОВ – 0.41% углерода; 0.05% азота) взят из-под моховой дернины Ceratodon purpureus (Hedw.) Brid. из разреза номер NSM-10-04 с глубины 1-2 см и представлен грубым и средним по гранулометрическому составу песком, местами с органогенным материалом и биопленками одноклеточных водорослей (табл. 1). С момента отбора до исследования образцы почвы хранились в морозильной камере при температуре -18ºС. Более подробное описание можно найти в работе Никитина с соавторами (Никитин и др., 2017a). Образцы для извлечения тотальной грибной ДНК В качестве объектов для оценки количества тотальной грибной ДНК выбраны образцы из трех типичных для береговых оазисов Антарктиды биотопов: влажной долины с моховым покровом (профиль NSM-10-20, образец 70 – ткани мха Bryum pseudotriquetrum, горизонт О, глубина 0-1 см; образец 71 – крупнозернистый песок с железистыми потеками и следами органики, горизонт В 1/An, глубина 11.5 см; образец 72 – крупнозернистый песок с железистыми потеками и грибоподобными тяжами, горизонт В2fungi, глубина 1.5-3 см, ст. Прогресс), сухого плакора с лишайниково-моховыми ассоциациями (LA55-Rs-01, горизонты с глубиной 2-7 см, 7-31 см, > 31 см, ст. Русская), реголитов без мохового/лишайникового покрова (LA55-Rs-05, горизонты 0(1)-5 см, 5-17 см, ст. Русская) (табл. 1). Подробная характеристика биотопов и описание условий почвообразования приведены в таблице 1 и работе Н.С. Мергелова (Мергелов и др., 2012). С момента отбора до перевозки в Москву образцы хранились в морозильной камере при -18ºС. После этого их поместили в морозильную камеру на -80ºС. 2.1.2. Культуры для оценки метаболической активности Для оценки антагонистической и ферментативной активности были выбраны 40 антарктических штаммов микромицетов, характерных для высокоширотных экотопов (виды родов Antarctomyces, Hyphozyma, Thelebolus); фитопатогены (представители родов Ascochyta, Botrytis, Leptosphaeria, Phoma); известные, как проявляющие высокую антибиотическую активность (виды родов Botrytis, Penicillium, Sarocladium, Thelebolus); недавно описанные (не ранее 2009 г.) виды микромицетов (Atradidymella muscivora, Cadophora novi-eboraci, Exophiala tremulae, Phialocephala lagerbergii); редкие виды (Eurotium niveoglaucum, Leuconeurospora polypaeciloides) (табл. 3). 38

Таблица 3. Антарктические штаммы, выбранные для ферментативной активности. № штамма и видовое Характеристики образца название Antarctomyces о. Галиндез, ст. Академик psychrotrophicus 204 Вернадский, моховые банки Stchigel & Guarro Polytrichum strictum Arthrinium ст. Молодежная, оазис Холмы sphaerospermum 136 Тала, днище влажной долины, Fuckel горизонт Bf Ascochyta pisi 192 Lib. ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, влажная долина с моховым покровом Ceratodon purpureus, горизонт Bfungi Aspergillus sclerotiorum мыс Беркс, ст. Русская, влажное 137 G.A.Huber местообитание, горизонт O/T Atradidymella muscivora ст. Прогресс, оазис Холмы 189 M.L. Davey & Currah Ларсеманн, влажная долина с моховым покровом Bryum pseudotriquetrum. Botrytis cinerea 174 Pers. ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, днище влажной долины с моховым покровом, горизонт B2fungi Cadophora novi-eboraci ст. Прогресс, оазис Холмы 182 Travadon, D.P. Lawr., Ларсеманн, берег озера, с альгоS. Rooney-Latham, Gubler, бактериальными матами, P.E. Rolshausen & K. глеезем на сапропелевых Baumgartner отложениях, горизонт G2. Chrysosporium sp. 203 о. Галиндез, ст. Академик Вернадский, моховые банки Polytrichum strictum Cladophialophora ст. Молодёжная, оазис Холмы minutissima 118 M.L. Тала, "каменная мостовая" с Davey & Currah органогенными (водоросли и цианобактерии) гиполитными горизонтами Cladosporium tenuissimum ст. Молодежная, оазис Холмы 184 Cooke Тала, депрессия с альгобактериальными матами, солончак, горизонт Gox Clonostachys rosea 138 ст. Прогресс, оазис Холмы (Link) Schroers et al. Ларсеманн, днище влажной долины, горизонт B Coniothyrium glomeratum ст. Молодежная, оазис Холмы 127 Corda Тала, депрессия с альгобактериальными матами, солончак, горизонт Gox Doratomyces microsporus ст. Прогресс, оазис Холмы 139 (Sacc.) F.J. Morton & Ларсеманн, наскальная ванна G. Sm. на элюво-делювий гранитоидов, 39 оценки антагонистической и Примечание для конкретного штамма Характерный эндемик Антарктиды; психрофил Эвритоп; психротолерант Эвритоп, патоген растений, целлюлозолитик Эвритоп, психротолерант (что редко для рода Aspergillus) Эвритоп, патоген растений, целлюлозолитик, психротолерант Эвритоп, патоген растений, целлюлозолитик Стенотоп полярных широт, характерен для Антарктиды, психрофил Эвритоп, характерен для холодных экосистем, психротолерант Стенотоп холодных экосистем, связан со мхами, психротолерант Эвритоп, психротолерант Эвритоп Эвритоп, связан с растениями, не спороносит, психротолерант Эвритоп, кератинолитик

Epicoccum nigrum 177 Link Eurotium niveoglaucum 117 (Thom & Raper) Malloch & Cain Exophiala tremulae 126 W.Wang разрез М1 ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, микроложбина, почвоподобное тело «каменной мостовой», горизонт B1 ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, влажная долина, почва подо мхами и лишайниками, горизонт O мыс Беркс, сухой биотоп, горизонт B2 Penicillium roseopurpureum 169 Dierckx о. Галиндез, ст. Академик Вернадский, осколки скалы, покрытой накипными лишайниками и мхом Sanionia sp. ст. Молодежная, влажная долина, почва подо мхами и лишайниками, горизонт B2fungi ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, влажная долина с моховым покровом, горизонт O ст. Новолазаревская, оазис Ширмахер, ключевой участок «озеро Черное», фоновая почва, глубина 0-5 см ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, депрессия с альгобактериальными матами, солончак, горизонт GPalgae ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, озерная депрессия, глеезем с сульфидным засолением, горизонт G ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, «каменная мостовая», горизонт B2 ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, альгобактериальные маты в осадках на дне озера Прогресс мыс Беркс, ст. Русская, сухое местообитание с лишайниковым покровом, горизонт B3 ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, влажная долина с моховым покровом, горизонт W Penicillium simplicissimum мыс Беркс, ст. Русская, Hyphozyma variabilis 218 de Hoog & M.T.Sm. Lecanicillium fungicola 121 (Preuss) Zare & W.Gams Leptosphaeria coniothyrium 163 (Fuckel) Sacc. Leuconeurospora polypaeciloides 213 Malloch, Sigler & Hambl. Microascus cinereus 181Curzi Microsphaeropsis olivacea 180 (Bonord.) Höhn. Paecilomyces marquandii 166 (Massee) S.Hughes Penicillium chrysogenum 162 Thom Penicillium janczewskii 165 K.M.Zalessky 40 Эвритоп, психротолерант Находки этого вида в мире чрезвычайно редки Част в холодных экосистемах, не спороносит, психротолерант Стенотоп холодных экосистем, характерен для Антарктиды, психрофил Эвритоп, микопатоген, психротолерант Эвритоп, связан с растениями, психротолерант Находки этого вида в мире редки Эвритоп, но связан с растениями, психротолерант Эвритоп, но связан с растениями, психротолерант Эвритоп, но связан с растениями, частый продуцент антибиотиков, психротолерант Эвритоп, частый продуцент антибиотиков, психротолерант Эвритоп, частый продуцент антибиотиков, психротолерант Находки этого вида в мире редки, частый продуцент антибиотиков, психротолерант Эвритоп, частый продуцент

130 (Oudem.) Thom Periconia igniaria 134 E.W.Mason & M.B.Ellis Peyronellaea calorpreferens 176 (Boerema, Gruyter & Noordel.) Phialocephala lagerbergii 190 (Melin & Nannf.) Grünig & T.N.Sieber Phoma leveillei 161 Boerema & G.J.Bollen Phoma violacea 214 (Bertel) Eveleigh Sarocladium kiliense 207 Grütz Talaromyces flavus 170 (Klöcker) Stolk & Samson Thelebolus ellipsoideus 210 Brumm. & de Hoog Thelebolus globosus 212 Brumm. & de Hoog Thelebolus microsporus 125 (Berk. & Broome) Kimbr. Thelebolus microsporus 202 (Berk. & Broome) Kimbr. Thelebolus microsporus 209 (Berk. & Broome) Kimbr. «каменная мостовая», горизонт Oalgae-bact ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, депрессия с альгобактериальными матами, солончак, горизонт G ст. Молодёжная, оазис Холмы Тала, микроложбина без мхов, минеральный материал «каменной мостовой» ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, днище влажной долины с моховыми подстилками, горизонт B2fungi ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, озерная депрессия, глеезем с сульфидным засолением, гор-нт Oalgaebact/W ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, горизонт W ст. Новолазаревская, оазис Ширмахер, нефтезагрязненный полигон мыс Беркс, ст. Русская, борт долины, «каменная мостовая», горизонт B1 ст. Прогресс, днище влажной долины с моховыми подстилками, гор-т B2fungi ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, горизонт G1 (оглеенный) ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, влажная долина, почва под моховыми и лишайниковыми подстилками ст. Новолазаревская, оазис Ширмахер, нефтезагрязненный полигон ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, днище влажной долины, "каменная мостовая". антибиотиков, психротолерант Редко встречается в мире; Не спороносит, психротолерант Эвритоп, связан с растениями, психротолерант Стенотоп холодных экосистем, связан с растениями, психротолерант, характерен для Антарктиды Эвритоп, связан с растениями, психротолерант, характерен для Антарктиды Эвритоп, связан с растениями, психротолерант, характерен для Антарктиды Эвритоп, связан с растениями, целлюлозолитик, психротолерант Эвритоп Стенотоп полярных широт, характерен для Антарктиды, психротолерант Стенотоп полярных широт, характерен для Антарктиды, психротолерант Стенотоп полярных широт, характерен для Антарктиды, психрофил Стенотоп полярных широт, характерен для Антарктиды, психрофил Стенотоп полярных широт, характерен для Антарктиды; психрофил В качестве тест-культур для определения антагонистической активности использованы стандартные коллекционные штаммы B. subtilis АТСС 6633 и A. niger INA 00760, а также 19 грамположительных и грамотрицательных штаммов бактерий, в том числе актиномицетов, выделенных из почв Антарктиды (оазис Холмы Ларсеманн, станция Прогресс), коллегами из бактериологической 41

коллекции кафедры биологии почв факультета почвоведения МГУ имени М.В. Ломоносова (табл. 4). Таблица 4. Антарктические штаммы бактерий и актиномицетов, использованные в качестве тест-культур. Название и номер Положение в филогенетической Характеристики образца штамма системе классификации (по Whitman, 2015) Bosea sp. 11.2.10 2М Proteobacteria: Alphaproteobacteria: Холмы Ларсеманн, Rhizobiales микроложбина, без мхов, минер материал под Brevundimonas sp. Proteobacteria: Alphaproteobacteria: «каменной мостовой», 11.1.4 2Н Caulobacterales горизонт В1 2-10см, Pseudomonas sp. 11.1.7 Н Proteobacteria: Gammaproteobacteria: Pseudomonadales Sphingomonas sp. 11.1.2 Н Proteobacteria: Alphaproteobacteria: Sphingomonadales Sphingomonas sp. Proteobacteria: Alphaproteobacteria: 11.2.4 160с Sphingomonadales Sphingopyxis sp. 11.1.1 2Н Proteobacteria: Alphaproteobacteria: Sphingomonadales Delftia acidivorans Proteobacteria: Betaproteobacteria: Холмы Ларсеманн, днище 23.2.8 2Н Burkholderiales влажной долины со мхами, грубый и средний песок. Ralstonia sp. 23.2.6 2М Proteobacteria: Betaproteobacteria: местами органогенный Burkholderiales материал, горизонт О 1-2см. Sphingomonas sp. 23.2.9 М Proteobacteria: Alphaproteobacteria: Sphingomonadales Sphingomonas sp. 23.1.2.0 Proteobacteria: Alphaproteobacteria: Sphingomonadales Stenotrophomonas sp. Proteobacteria: 23.2.2 М Gammaproteobacteria: Xanthomonadales Variovorax sp. 23.2.4 160с Proteobacteria: Betaproteobacteria: Burkholderiales Arthrobacter sp. Actinobacteria: Actinobacteria: Actinomycetales Bacillus megaterium Firmicutes: Bacilli: Bacillales Bacillus sp. Firmicutes: Bacilli: Bacillales Myxococcus sp. 1 Proteobacteria: Deltaproteobacteria: Myxococcales Myxococcus sp. 2 Proteobacteria: Deltaproteobacteria: Myxococcales Streptomyces cf. Actinobacteria: Actinobacteria: Холмы Тала, образец М-22 tanashiensis Actinomycetales Влажная долина WV-I, дно ручья, type I, разрез разрезом AD-58-43, горизонт GPalgae 01 см 42

Streptomyces cf. roseoviolascens Actinobacteria: Actinobacteria: Actinomycetales Холмы Тала, образец М-21, Рядом с разрезом AD-58-40, внешняя зона долины, структурные грунты, без макрорастительности, «безгумусная почва», горизонт B 5-10 см В качестве стандартизированных культур для антибиотической активности выбраны коллекционные штаммы Bacillus subtilis ATCC 6633 и Aspergillus niger INA 00760. Культуры для оценки физиологических характеристик Для выявления оптимальных условий роста выбраны 7 антарктических штаммов микромицетов (Antactomyces psychrotrophicus, Hyphozyma variabilis, Thelebolus microsporus (3 штамма), T. ellipsoideus, T. globosus), выделенных в ходе выплнения диссертационной работы из субстратов и почв материка диссертантом (табл. 5). Выбор культур основан на том, что все виды – типичные и доминантные представители микромицетов субстратов Антарктиды. Таблица 5. Штаммы микромицетов, физиологические характеристики которых изучались в работе. № штамма и видовое название Место отбора образца Thelebolus microsporus 125 (Berk. ст. Молодежная, оазис Холмы Тала, днище влажной & Broome) Kimbr. долины, почва под моховым и лишайниковым покровом, горизонт О. Thelebolus microsporus 202 (Berk. ст. Новолазаревская, оазис Ширмахер, нефтезагрязненный & Broome) Kimbr. полигон. Antarctomyces psychrotrophicus о. Галиндез, ст. Академик Вернадский, моховые банки 204 Stchigel & Guarro Polytrichum strictum. Thelebolus microsporus 209 (Berk. ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, днище влажной & Broome) Kimbr. долины, "каменная мостовая", горизонт В. Thelebolus ellipsoideus 210 ст. Прогресс, , оазис Холмы Ларсеманн, днище влажной Brumm. & de Hoog межгорной долины с моховыми сообществами, горизонт B2fungi. Thelebolus globosus 212 Brumm. ст. Прогресс, оазис Холмы Ларсеманн, глеезем, горизонт & de Hoog G2. Hyphozyma variabilis 218 de Hoog о. Галиндез, ст. Академик Вернадский, осколки скалы, & M.T.Sm. покрытой накипными лишайниками и мхом Sanionia sp. 2.2. Методы исследований 2.2.1. Люминесцентная и световая микроскопия Структуру микробной биомассы определяли с помощью метода люминесцентной микроскопии. Численность грибных пропагул, длину и толщину гиф определяли при окраске калькофлуором белым (Звягинцев, 1991; Полянская, Звягинцев, 2003; Bloem et al., 1995), просматривая препараты на люминесцентном микроскопе Zeiss Axioskop 2 plus (Германия). Содержание грибной биомассы (мг 43

сухой биомассы/г абсолютно сухой почвы) в изученных субстратах рассчитывали с учетом того, что плотность спор равна 0.837 г/см3, мицелия – 0.628 г/см3 (Полянская, Звягинцев, 2003), а углерод клеток микроорганизмов (мкг C/г почвы) составляет 50% ее сухой массы (Ball, Virginia, 2014). Таким образом, результаты исследования состава и структуры грибной биомассы представлены в виде содержания углерода клеток на грамм почвы. Долю мертвых клеток оценивали при помощи этидиума бромида (Lopes et al., 2002), а жизнеспособных – применяя флуорисцеин диацетат (ФДА) (Gaspar et al., 2001). Для каждого варианта просматривали 90 полей зрения. Длину темноокрашенного мицелия измеряли в почвенной суспензии (1:10), применяя светооптическую микроскопию (увеличение 1040) с контрастированием дианиловым голубым (Звягинцев, 1991). 2.2.2. Приготовление препарата грибной ДНК из почвы Для экстракции препарата ДНК грибов, образец почвы массой 0.5 г (для богатых органическими веществами горизонтов из-под моховых и/или лишайниковых подстилок – 0.25 г) помещали в экстрагирующий буфер. Он имел такой состав: 350 мкл раствора А (натрий-фосфатный буфер – 200 мМ, изоцианатгуанидина – 240 мМ, pH = 7), 350 мкл раствора Б (Трис-HCl – 500 мМ, SDS – 1% по массе к объему, pH = 7), 400 мкл смеси фенола с хлороформом (1:1). Полученную суспензию разрушали на гомогенизаторе Precellys 24 (Bertin Technologies, Франция) с помощью циркониевых шариков (d=0.1 и 0.5 мм) в течение 40 с при 6500 об/мин. Содержимое пробирок центрифугировали в течение 5 мин при 16000 об/мин. Собирали супернатант и повторно экстрагировали хлороформом. Экстрагированную ДНК осаждали из смеси, добавляя равный объем изопропилового спирта. После центрифугирования (5 мин при 16000 об/мин) осадок промывали 70% раствором этанола. Потом его растворяли в воде (+65°С, 5-10 мин). Очистку ДНК осуществляли с помощью электрофореза в 1% агарозном геле с последующим выделением ДНК из геля методом сорбции на оксиде кремния. До дальнейшего анализа очищенный препарат ДНК хранили в замороженном виде при -20°С. Всю методику извлечения грибной ДНК из почвы проводили по методике Андронова с соавторами (Андронов и др., 2011). 2.2.3. Проведение количественной ПЦР Анализ количества ДНК грибов в почвах проводили с использованием метода полимеразной цепной реакции (ПЦР) с детекцией в реальном времени (real-time PCR). Для определения концентрации очищенного препарата ДНК из почвы использовали амплификатор CFX96 компании Bio-Rad (США). На этом приборе, в соответствии с рекомендациями производителя, измеряли интенсивность флуоресценции реакционной смеси на каждом цикле. Данную смесь готовили из препарата EvaGreen Supermix Bio-Rad (концентрированный буфер с дезоксирибонуклеотидами, полимеразой Sso7d-fusion, MgCl2, красителем EvaGreen и стабилизаторами). Калибровку зависимости интенсивности 44

флуоресценции от логарифма концентрации ДНК стандартных растворов, по которой определяли содержание нуклеиновой кислоты в образцах, проводили с помощью программы CFX Manager. В качестве контроля использовали растворы клонированных фрагментов рибосомального оперона штамма дрожжей Saccharomyces cerevisae Meyen 1B-D1606 (Andronov et al., 2012). Использовали праймер ITS1f/5.8s. Концентрацию целевых участков гена ITS рДНК определяли и пересчитывали в количество копий данных участков на грамм почвы по формуле (Железова и др., 2015): A = (Q⁄m)×2.5×104, где Q – значение концентрации ДНК в растворе, рассчитанная по калибровочному графику программой CFX Manager; А – количество копий гена ITS рДНК на г почвы (копий/г почвы); m – навеска почвы в г; 2.5×104 – коэффициент пересчета, выведенный с учетом разведений экстракта ДНК, выделенного из почвы. Итоговые данные в этом методе (количество генов/г почвы) позволяли сделать заключение о численности грибов в образцах. В данной работе приведены общие количества копий грибных генов ITS рДНК. 2.2.4. Эксперимент-сукцессия В эксперименте проводили «оживление» почвы, добавляя к воздушно-сухим образцам дистиллированную воду до 30% от полной полевой влагоемкости. После образцы хранили в эксикаторах (влажность воздуха 95-100%), инкубированных при температурах +5 и +20°С в течение 60 суток. Первая температура выбрана нами потому, что является нижней точкой роста мезофильных грибов (Cowan, 2014) и характерна для большинства антарктических почв в летний период (Abramov, 2011), а вторая – верхняя граница роста для психротолерантов (Cowan, 2014) и типична для поверхности некоторых «каменных мостовых» Антарктиды летом (Abramov, 2011; Мергелов и др., 2012). На 4, 7, 21, 30, 45 и 60-е сутки отбирали пробы образцов из каждого варианта эксперимента и анализировали изменение ряда параметров состояния микобиоты (запасы и структуру биомассы, таксономическое разнообразие культивируемых микромицетов и дрожжей). 2.2.5. Микробиологический посев Перед исследованием таксономического состава проводили «оживление» почвы, добавляя к воздушно-сухим образцам дистиллированную воду до близкой к полевой влажности и выдерживали почву в течении суток при +25С. При учете видового состава микобиоты применяли метод глубинного посева в агаризованные среды: Чапека (ЧА), глюкозо-пептонно-дрожжевую (ГПД), голодный агар (ГА), картофельно-декстрозный агар (КДА), сусло-агар, щелочной агар (рН 8-9) (Литвинов, 1969). Видовой состав культивируемых микроскопических грибов выявляли, применяя метод глубинного посева. Отбирали навески образцов для приготовления суспензий с разведением 1:10. Помещали их в пробирки с соответствующим объемом стерильной воды и обрабатывали на встряхивателе «Heidolf Multi Reax» (Германия) в течении 5 мин. 45

Далее аликвоту суспензии объемом 100 мкл помещали на дно стерильной чашки Петри, заливали расплавленной и охлажденной до +45-50°С стерильной средой с добавлением стрептомицина (100 мг/л) для предотвращения роста бактерий. Данную методику применяли, поскольку небольшой прогрев и равномерный контакт поверхности грибных спор и мицелия с питательной средой оказывают благоприятное воздействие на рост грибов (Литвинов, 1969). На 7, 14 и 20-е сутки осуществляли учет числа выросших колониобразующих единиц (КОЕ) микромицетов и дрожжей, а видовую идентификацию проводили по культурально-морфологическим признакам с помощью определителей для разных групп грибов (Ellis, 1971; Domsch et al., 2007; De Hoog et al., 2004). Поскольку в экстремальных местообитаниях преобладают грибы с мицелием без спороношения, то для таких видов, а также дрожжей, идентификацию осуществляли по анализу участка ITS рДНК. Выделение ДНК проводилии по методике, описанной в статье Глушаковой с соавторами (Glushakova et al., 2011), но модифицировали методику для микромицетов, выполняя три таких цикла, поскольку клеточные стенки мицелиальных грибов устойчивей, чем у дрожжей. Полимеразную цепную реакцию (ПЦР) производили с использованием ПЦРсмеси "ScreenMix" ("Евроген", Россия) с праймерами ITS1f и NL4 ("Евроген", Россия). ПЦР-продукты были очищены и секвенированы по методу Сэнгера компанией “Синтол” (Москва, Россия), которая использовала набора реактивов BigDye Terminator V3.1 Cycle Sequencing Kit («Applied Biosystems», USA). “Синтол” осуществлял анализ очищенных от ферментов ПЦР-продуктов на секвенаторе Applied Biosystems 3130l Genetic Analyzer, применяя праймер ITS1f. Полученные нуклеотидные последовательности редактировали с помощью программы Chromas Lite 2.01 (http://www.technelysium.com.au). Сравнение и идентификацию нуклеотидных последовательностей проводили, используя ресурсы электронной базы Mycobank (http://www.mycobank.org/). Анализ оптимальных условий роста (температура и среда культивации) осуществляли на примере 7 антарктических штаммов микромицетов (Antarctomyces psychrotrophicus, Hyphozyma variabilis, Thelebolus ellipsoideus, T. globosus, 3 штамма T. microsporus), выделенных в ходе этой работы диссертантом из субстратов материка. 2.2.6. Оценка антагонистической активности микромицетов Штаммы с антимикробной активностью выявляли с помощью метода диффузии антибиотических веществ в агар (Егоров, 2004). Поверхность агаризованной среды в чашках Петри засевали газоном тест-культуры. На среду раскладывали блоки тестируемых штаммов микромицетов. Чашки инкубировали в термостате при +25-28°С. Через 24 часа их просматривали на наличие зон ингибирования роста тест-организма вокруг блоков. Считали культуры высокоактивными, если зона ингибирования роста микроорганизма составляла более 25 мм; умеренной активностью – диаметр зоны ингибирования в 10-25 мм, а слабоактивной – менее 46

10 мм. Тест-культурами для первичного скрининга являлись Bacillus subtilis АТСС 6633 и Aspergillus niger INA 00760. Антибиотические вещества из культуральной жидкости (КЖ) продуцента экстрагировали этилацетатом 3:1 и бутанолом в соотношении 5:1 (одна часть КЖ к трем/пяти частям органического растворителя). Экстракты упаривали при +42°C до сухого остатка в вакууме на роторном испарителе “Rotavapor-RBüchi” (Швейцария). Полученный осадок растворяли в 70%-ном водном растворе этаноле, получая спиртовые концентраты. Антимикробную активность определяли в исходной КЖ, в спиртовых концентратах КЖ с помощью стерильных бумажных дисков (бумага фильтровальная Ф ГОСТ 12026-76), смоченных в экстрактах и высушенных в стерильных условиях. Контролем чувствительности тест-организма служили стандартные диски с нистатином для грибов («НИИ Пастера», 80 мкг/мл) и ампициллином для бактерий («НИИ Пастера», 10 мкг/мл) (Balouiri et al., 2016). Немицелиальные грамположительные и грамотрицательные штаммы бактерий из антарктических субстратов, также необходимых для тестов на антимикробную активность, культивировали на глюкозо-пептонно-дрожжевой среде (ГПД) с глицерином. Для выращивания актиномицетов использовали агаризованную среду Гаузе-1 (Литвинов, 1969). Стандартная тест-культура Bacillus subtilis ATCC 6633 росла на ГПД, Aspergillus niger INA 00760 – на среде ЧА (табл. 6). Таблица 6. Состав питательных сред, использованных при определении антагонистической активности штаммов (Литвинов, 1969). Название Состав среды (количество в г, на 1 л воды, среды агар-агар не указан) Гаузе-1 KH2PO4 – 0.5, MgSO4 – 0.5, KNO3 – 1, NaCl – 0.5, FeSO4 – 0.01, крахмал – 20. ГПД Глюкоза – 20, пептон – 10, дрожжевой экстракт – 5. ГА Агар – 10. КДА Агар – 10, картофельный отвар – 200. ЧА Сахароза – 30, NaNO3 – 2, KH2PO4 – 1, MgSO4 – 0.5, KCl – 0.5, FeSO4 – 0.01. Сусло-агар Неохмеленный солодовый экстракт Maltax – 20, агар – 20. 2.2.7. Оценка ферментативной активности и содержания белка микромицетов Оценка общей ферментативной активности по гидролизу флуорисцеина диацетата (ФДА) Для оценки ферментативной активности штаммов применяли метод флуориметрического определения продукта гидролиза ФДА (Schnürer, Rosswall, 1982). Это вещество гидрофобно, поэтому вначале его растворяли в ацетоне с концентрацией 20 мг/мл, а затем 100 мкл этого раствора разводили в 20 мл фосфатного буфера. В ячейки 96-луночного планшета вносили по 50 мкл исследуемых культуральных жидкостей (КЖ). Их получали путем выращивания 47

культуры в колбах с неагаризованной средой и последующим фильтрованием через фильтр (диаметр пор 0.5 мкм) при помощи водоструйного насоса. К КЖ в планшете добавляли по 200 мкл раствора ФДА в фосфатном буфере (pH=7.6). Планшет инкубировали при температуре +37°C в течение 1 ч. Измерение интенсивности флуоресценции проводили на микропланшетном сканере Infinite® F200 (Tecan). По значениям интенсивности флуоресценции растворов (Ex 485 nm; Em 520 nm) с известной концентрацией ФДА строили градуировочную кривую. По ней определяли концентрацию образовавшегося ФДА в исследуемых образцах. Оценка активности целлюлаз Активность внеклеточных целлюлаз у штаммов изучали путем гидролиза суррогатного субстрата карбоксиметилцеллюлозы (КМЦ) фотометрическим определением продукта реакции (восстанавливающего сахара) после дериватизации его с применением динитросалициловой кислоты (ДНС) (Silveira et al., 2014). Реакция гидролиза осуществлялась в 100 мМ ацетат-аммонийном буфере (pH 4.5). Раствор КМЦ концентрации 20 г/л готовили путем последовательного растворения его небольшими порциями в буфере на магнитной мешалке для предотвращения образования нерастворимых коагулятов. Для приготовления ДНС-реагента в 20 мл раствора 2M NaOH порциями, при нагревании и постоянном перемешивании, вносили 1 г динитросалициловой кислоты. После ее растворения в полученный раствор также при постоянном помешивании вносили 30 г сухой сегнетовой соли. После полного растворения продолжали перемешивание до охлаждения раствора. Его объем доводили до 100 мл дистиллированной водой, раствор до использования хранился в темноте. Перед измерением активности исследуемых КЖ готовили серию стандартных растворов глюкозы в водном растворе ацетатного буфера с концентрациями: 0.05; 0.025; 0.01; 0.0075; 0.0050 мг/мл. Добавляли 450 мкл полученных растворов в эппендорфы объемом 1.5 мл, доливали в них по 50 мкм КЖ. Затем вносили по 400 мкл заранее приготовленного раствора 2% КМЦ в ацетатно-аммонийном буфере. Эппендорфы инкубировали в течение 1 ч при температуре +37°C. После этого в них добавляли по 450 мкл ДНС-реагента, а в микропробирки на 1.5 мл со стандартными растворами глюкозы – по 450 мкл ДНС-реагента. Все эппендорфы нагревали до +95°C в течение 5 мин. Полученные суспензии центрифугировали в течение 3 мин при частоте 12000 оборотов в минуту на центрифуге Миниспин (Эппендорф). После охлаждения до комнатной температуры отбирали по 100 мкл супернатанта из каждого эппендорфа в 96-луночный планшет. Измерение оптической плотности при длине волны 540 нм анализировали на микропланшетном сканере Infinite® F200 (Tecan). По полученным значениям для растворов с заданной концентрацией глюкозы строили градуировочный график зависимости оптической плотности от концентрации глюкозы. По графику вычисляли молярную концентрацию восстанавливающего сахара, образовавшегося в ходе ферментативной реакции в исследуемых КЖ. 48

Оценка активности фенолоксидаз и лакказ Измерение активности внеклеточных фенолоксидаз проводили с помощью фотометрической реакции с 2,2'-азино-бис-3-этилбензотиазолин-6-сульфоновой кислотой (АБТС) (Johannes, Majcherczyk, 2000). Реакцию проводили следующим образом: в лунки 96 луночного микропланшета помещали 50 мкл исследуемой КЖ а затем во все лунки раскапывали по 100 мкл 2 мМ раствора АБТС. Субстрат для реакции готовили так: 27 мг АБТС растворяли в 25 мл дистиллированной воды. В итоге получали концентрацию 2 ммоль/л. Планшет помещался в сканер Infinite® F200 и через заданные интервалы времени проводилось измерение увеличения оптической плотности при длине волны 420 нм. Перед анализом оптической плотности растворы взбалтывались в течение секунды. Через 15 секунд после снятия показаний с прибора повторно перемешивали растворы и опять измеряли эту величину. Такие манипуляции повторяли в течение 3 минут для определения скорости изменения оптической плотности раствора. По скорости его окрашивания в лунках анализировали активность ферментов. Оценка активности пероксидаз Активность пероксидаз проводилась аналогично предыдущему эксперименту с добавлением перекиси водорода в качестве субстрата (Takagi et al., 1995). Глава 3. Результаты и обсуждение 3.1. Запасы и структура грибной биомассы Биомасса грибов в большинстве изученных почв («каменных мостовых», реголитах, пустошах и сульфидных солончаках) мала ‒ 47-70 мкг С/г почвы (Марфенина и др., 2016), что сопоставимо с данными что сопоставимо с данными по примитивным почвам Арктики типа Gelisols (Schmidt, Bölter, 2002). Это на порядок меньше, чем в зональных почвах умеренных широт (Ananyeva et al., 2014). Такие низкие показатели связаны с некоторым сокращением длины мицелия и элиминацией спор большого размера (> 5 мкм) при отрицательных температурах (Никитин и др., 2017б). В редких биотопах с обилием органических веществ и высокой влажностью (донных грунтах озер, глееземах и моховоторфяных горизонтах) грибная биомасса была чрезвычайно велика – 280-920 мкг С/г почвы (рис. 3). Учитывая, что в большинстве образцов доля углерода – десятые доли процента от массы почвы, приходим к выводу, что вклад микробного углерода в общий органический углерод почв Антарктиды весьма велик – до 9% в почвах подо мхами. Доля бактерий минимальна (88.3%) в гиполитном органогенном горизонте (горизонт GP/Balgae разрез М1, оазис Холмы Ларсеманн) под “каменной мостовой” и максимальна (99.6%) в горизонте В (разрез 10-06, оазис Холмы Ларсеманн) под оторфованным слоем. 49

Наименьшая грибная биомасса (45.0±6 мкг С/г почвы) определена в почвах без макроскопических органогенных горизонтов и в альго-бактериальном мате (50.5±6 мкг С/г почвы) с поверхностным органогенным слоем в оазисе Холмы Тала, ст. Молодежная (рис. 3) (Никитин и др., 2017б). Наибольшая биомасса грибов (> 700 мкг С/г почвы) – в почвах на дне влажных долин с моховым покровом Bryum pseudotriquetrum и альго-бактериальных матах в субаквальных условиях на берегах озер (табл. 7). В составе биомассы грибов доминировали (до 80%) споры мелких размеров (23 мкм), а не мицелий. Максимальная длина мицелия отмечена в оторфованном горизонте почвы Восточной Антарктиды в оазис Холмы Ларсеманн, ст. Прогресс, и составляет всего 380 м/г почвы (табл. 7). В почвах под моховым покровом длина мицелия достигала более 200 м/г почвы. Почвы влажных долин оазиса Холмы Тала, находящиеся под моховым покровом Ceratodon purpureus, также относительно богаты грибами (общая биомасса 195.2±21 мкг С/г почвы, а длина мицелия > 140 м/г почвы). В почвах без макроскопических органогенных горизонтов содержание грибов минимально (45.0±6 мкг С/г почвы), а длина мицелия составляла < 35.2±6 м/г почвы. Значительная часть грибного мицелия в почвах Антарктиды содержит темноокрашенные пигменты меланины. Доля меланизированного мицелия максимальна (> 60%) в щебнистой броне “каменных мостовых”, и минимальна (15 и 24%) в донных осадках действующих озер, а также в глееземах под альгобактериальными матами на сапропелевых отложениях (22-41%). Содержание темноокрашенного мицелия несколько уменьшалось вниз по профилям большинства исследованных почв (табл. 5). Так, в образцах оазиса Холмы Тала доля меланизированного мицелия была наибольшей (> 63%) в поверхностных горизонтах почв без мохового/лишайникового покрова, а минимальна (< 25%) в глубоких слоях почв с гиполитными органогенными горизонтами и подо мхом. Нами впервые изучено содержание грибной биомассы в специфических антарктических почвах, формирующихся под альго-бактериальными матами в субаквальных условиях, а также в донных осадках озер (группа отдельных объектов – табл. 2 и 7). Интересны данные о структуре биомассы грибов в глееземе на сапропелевых отложениях в оазисе Холмы Ларсеманн (табл. 2.). В поверхностных альго-бактериальных горизонтах грибов много (> 715 мкг С/г почвы), а в нижних минеральных слоях – значительно меньше, от 195.6 до 290.2 мкг С/г почвы (Никитин и др., 2017a). Причем, грибная биомасса в верхних горизонтах почти полностью (в среднем 96±3%) представлена округлыми и овальными клетками относительно крупных размеров (5-6 мкм). Судя по морфологии и почкованию у этих клеток, полагаем, что это дрожжи (Никитин и др., 2017б). Субаквальные почвы содержали мало мицелия. Его длина здесь очень мала (до 26.9 м/г почвы в оглеенных горизонтах). Некоторые поверхностные альгобактериальные пленки (разр. 10-30 и образец 48), а также часть оглеенных горизонтов (образец 48) вообще не содержали мицелия (Никитин и др., 2017a). 50

Доля меланизированного мицелия в этих почвах низка (22 – 41%) и уменьшается вниз по профилю (табл. 7). Количество грибной биомассы в глееземах с признаками сульфидного засоления (оазис Холмы Тала), в отличии от глееземов Холмов Ларсеманн, было небольшим (от 50.5±6 мкг С/г почвы в поверхностном горизонте до 95.7±10 мкг С/г почвы в более глубоких слоях). Содержание мицелия в верхних горизонтах существенно меньше (15.9 м/г почвы), чем в нижних (79.6 м/г почвы) (табл. 7). Доля меланизированного мицелия больше в поверхностных слоях и уменьшается с глубиной. Особый интерес представляют горизонты Bfungi (разр. 14P1/T2 и 10-20 в оазисе Холмы Ларсеманн), в которых при отборе визуализировались грибоподобные тяжи. Несмотря на то, что запасы грибной биомассы в этих горизонтах высокие (790±52 мкг С/г почвы), длина мицелия очень мала (≤ 8 м/г почвы), большая часть биомассы, также как в глееземах, представлена спорами (Никитин и др., 2017б) (табл. 7). В почвах Западной Антарктиды (мыс Беркс, ст. Русская) наибольшая биомасса грибов (до 260 мкг С/г почвы) и длина мицелия (до 285 м/г почвы) выявлена также в биотопах с моховым и лишайниковым покровом (табл. 7). В почвоподобных телах без макроскопических органогенных горизонтов биомасса грибов не превышала 110 мкг С/г почвы, а длина мицелия – 160 м/г почвы. В проанализированных почвах прибрежных оазисов Антарктиды можно выделить, в первую очередь, два типа организации профиля, отличающихся по составу и структуре микробной биомассы. Во-первых, почвенные тела с традиционными поверхностными (эпиэдафическими) органогенными горизонтами в виде моховых/лишайниковых подстилок. Их профиль содержит большую биомассу грибов и малую численность бактерий. Во-вторых, почвенные тела с гиполитными органогенными горизонтами, в профиле которых несколько меньше биомасса грибов, но больше содержание бактерий (рис. 3, табл. 7). Эти два типа почвенного профиля различаются по вертикальному распределению биомассы грибов. Рис. 3. Распределение биомассы грибов по биотопам оазисов Антарктиды. Почвы: 1 – с гиполитными органогенными горизонт GP/Balgae; 2 – с поверхностными органогенными гор. О 51

(подстилки); 3 – с поверхностными органогенными горизонт Оalgae-bact (альго-бактериальные маты) и субаквальных грунтах; 4 – почвы без макро- органогенных горизонтов. Средние значения биомассы бактерий выше в верхних органогенных горизонтах почв с развитым мохово-лишайниковым покровом и альгобактериальными матами, и ниже в почвах без него. В тоже время выявлен нетипичный (для большинства почв мира) характер накопления грибной биомассы в исследованных почвах с максимумом в подповерхностном слое (глубина 2-6 см) (рис. 4). Такой характер распределения связан с экстремальными экологическими условиями (интенсивное ультрафиолетовое излучение, перепады температур и т. д.), создающимися на поверхности (Cowan, 2014; Yergeau et al., 2007). В гиполитных горизонтах эти экстремальные факторы менее выражены (Chan et al., 2012; Dolgikh et al., 2015; Sterflinger et al., 2012). Отмечено уменьшение микробной биомассы в более глубоких минеральных горизонтах, лежащих ниже гиполитных слоев. Рис. 4. Распределение биомассы бактерий (А) и грибов (Б) в профилях различных почв Восточной Антарктиды. Почвы: 1 – "каменные мостовые"; 2 – с моховым покровом; 3 – реголит; 4 – глеезем. Во всех изученных образцах основную часть микробной биомассы (от 88 до 99%) составляют грибы (Никитин и др., 2017a). Высокое содержание их биомассы и развитие мицелия отмечали в оторфованном горизонте и почвах подо мхами (табл. 7). Сходные значения грибной биомассы и длины грибного мицелия 52

выявлены и для других почв Антарктиды с моховым/лишайниковым покровом (Марфенина и др., 2016). Существенное увеличение биомассы грибов установлено нами в оглеенных образцах (табл. 7), где грибные пропагулы представлены крупными (d=5-6 мкм) пропагулами. Поскольку аутофлюоресценции, характерной для хлорофиллсодержащих водорослей, у таких клеток выявлено не было, но отмечались шрамы, характерные для почкования, мы полагаем, что это дрожжи, размножение которых часто связано с высоким уровнем влажности и легкодоступных органических веществ (Чернов, Марфенина, 2010). Это предположение подтверждалось при посевах на питательные среды, когда из большинства субаквальных образцов выделялось большое количество дрожжей. Известно, что дрожжи хорошо развиваются при пониженных, около +3-5С, температурах (Panikov et al., 2013), а ряд авторов полагает, что на поверхности растений и в почвах Антарктиды численность дрожжей велика (Arenz, Blanchette, 2011; Cowan, 2014). Механизм лучшей приспособленности этих организмов по сравнению с мицелиальными грибами к пониженным температурам пока изучен неполно (Cowan, 2014; Panikov et al., 2013). Воздействие экстремальных факторов прослеживается и по распределению меланизированного (более защищенного от УФ и перепада температур) мицелия, доля которого выше в поверхностных слоях. Это согласуется с данными о доминировании в Антарктиде пигментированных грибов на поверхности почв, каменных мостовых и скал, а не в глубоких почвенных горизонтах (Власов и др., 2012; Kochkina et al., 2014). Некоторые исследователи считают, что пигментированные грибы – организмы, наиболее приспособленные к экстремальным условиям Антарктиды (Singh et al., 2011; Власов и др., 2012; Chan et al., 2012). В то же время, в образцах под моховой подстилкой содержание меланизированного мицелия существенно снижалось, что может быть связано с воздействием выделяемых мхами органических кислот (Добровольская и др., 2013). Известно, что темноокрашенные грибы лучше развиваются в нейтральных, а не в кислых условиях среды (Кирцидели и др., 2014). 53

Таблица 7. Содержание и структура микробной биомассы в почвах оазисов Холмы Ларсеманн, Холмы Тала, Ширмахер, на м. Беркс. Биомасса ПрокаМикроб-ный Биомасса Пигменриоты в углерод в Общая Длина грибного грибного тированобщей органигрибы микробмицелия, м/г № разреза Горизонт, бактерии мицелия, мкг ный мицмикробческом (мицелий + почвы (образца) глубина см ная биомасса С/г елий ной углероде споры) биомассе почв GP/Balgae, 0-1 GP/Balgae+Bmoss, 14P1/T2 1-2 B1fungi, 1-5 B2, 5-15 GP/Balgae, 0-1 10-15L1 В1, 1-3 В2, 3-10 10-04 GPalgae, 0-1 B, 20-30 GP/Balgae, 0-2 T/Ah, 2-4 10-06 В, 4-10 В, 10-20 10-11 GPalgae, 0-2 W, 2-20 B (линза), 10-20 GP/Balgae, 0-1 М1 В, 1-4 GP, 0-2 10-15Р1 В1, 2-10 В2, 10-20 GPalgae/W, AD-58-43 2-5 - мкг С/г почвы I. Почвы с гиполитными органогенными горизонтами GP/Balgae/ Bmoss 145.9±17 14.3±2 9.0±0.8 доля, % 64 - 2.0* - - 232.2±24 180.6±17 113.6±10 41 - - 102.5±12 122.1±16 93.5±13 78.2±10 308.0±39 145.6±18 96.3±10 124.8±15 155.4±17 94.2±10 108.0±16 72.0±8 6.7±0.30 4.4±0.21 1.1±0.10 3.2±0.2 2.8±0.21 0.5±0.02 1.0±0.10 14.6±0.73 15.4±0.75 4.1±0.22 2.1±0.21 1.2±0.10 420.8±31 121.3±14 95.7±12 117.7±16 92.4±13 71.8±9 341.5±40 75.0±10 305.2±39 145.0±18 95.2±10 208.1±21 102.0±11 291.6±30 110.2±15 140.0±17 90.1±10 105.9±16 70.8±8 17.4±2 0.7±0.1 63.4±8 142.5±17 95.0±11 23.8±3 308.2±28 47.5±5 380.2±29 174.2±18 80.1±9 96.1±11 11.9±1 4.1±0.6 126.7±15 158.4±18 79.0±10 110.9±13 31.5±4 5.6±0.7 0.2±0.04 20.3±3 45.7±6 30.5±4 7.6±0.9 98.8±11 15.2±2 121.9±14 55.9±7 25.7±3 30.8±3 3.8±0.5 1.3±0.2 40.6±5 50.8±6 25.3±4 35.6±4 10.1±2 61 54 69 66 50 43 23 67 58 46 42 66 41 29 63 60 60 43 53 6.6 3.6 3.6 4.1 0.9 0.4 1.1 11.7 9.9 4.4 1.9 1.7 15.0* 11.0* 2.8 5.6 8.5 6.5 0.4 5.6 5.7 2.0 6.5 3.8 7.7 9.0 - - 90.0±10 32.0±5 10.3±2 56 - 1.0*

BF, 8-12 - - 95.1±11 47.2±6 15.1±2 48 - 3.0* AD-58-16 GP/Balgae, 0-1 - - 75.4±8 49.8±7 16.0±2 60 - 1.7* AD 58-48 GPalgae, 0-1 B, 4-7 BC, 20-25 64 51 43 - - 46 40 73 76 59 40 1.8 2.7 - 0.3 1.4 - М3 10-08 10-20 AD-58-02 AD-58-01 AD 58-44 LA55-Rs-01 LA55-Rs-06 О, 0-1 В, 1-2 O/GP1, 0-1 O/GP2, 0-1 B, 20-30 Снежник, 5-0 Ткани мха 64.0±7 26.0±3 8.4±1 89.2±9 38.2±4 12.3±2 49.9±6 20.8±2 6.7±0.8 II. Почвы с поверхностными органогенными горизонтами О (подстилки) 193.6±21 3.4±0.10 190.1±21 206.0±22 66.1±8 118.9±15 3.2±0.01 115.7±15 79.3±8 25.4±4 127.2±14 27.8±3 8.9±1 124.0±14 68.3±7 21.8±3 77.2±8 15.9±2 5.1±0.7 504.0±42 34.8±5 11.2±2 - Bryum pseudotriquetru m - - 745.3±49 373.4±30 120.8±13 47 - - O/GP, 0-1 O/T, 0-1 О, 0-1 W, 1-2 B2 fungi, 2-3 O, 0-3 O/T, 0-3 W, 3-5 О, 0-2 B1, 3-5 B2, 7-10 2-7 7-31 31 0-4(7) 147.3±15 167.6±18 196.4±21 - 1.9±0.21 1.8±0.20 1.2±0.10 - 152.2±16 578.0±62 730.3±46 123.7±14 790.5±52 125.5±15 521.2±54 165.9±15 145.4±15 165.8±18 195.2±21 135.5±15 143.6±16 142.5±17 260.9±25 82.7±10 260.5±30 214.3±23 54.3±6 6.3±1 79.2±9 296.8±31 84.6±10 95.5±12 103.2±12 143.3±18 127.8±14 174.2±20 142.5±17 285.1±31 26.8±3 84.4±10 69.4±8 17.6±2 2.0±0.3 25.4±3 95.2±10 27.1±4 30.6±4 33.1±4 46.0±6 38.9±6 55.1±8 46.3±7 90.4±12 56 41 37 36 51 26 49 26 30 25 30 61 54 53 56 1.3 1.1 0.6 - 5.4* 0.2* 0.4* 0.2 2.0 4.5 1.5* 2.6* 3.9* 0.3* 55

4-16 137.4±15 174.2±19 52.2±8 42 III. Почвы с поверхностными органогенными горизонтами Оalgae-bact (альго-бактериальные маты) Оalgae-bact, 0-3 W, 3-17 G1, 3-17 10-30 G2, 17-27 G3, 27-45 G3 под G2, 27-28 10-32 GP/ Оalgae-bact, 0-2 Сff, 2-20 Cff/Cg, 20-30 Cg, 30-50 Cg, 50-60 Оalgae-bact/W, 0-1 AD-58-19 Gox, 1-5 G, 25-30 AD-58-49 AD 58-40 LA55-Rs05 48 46 49 GP, 0-1 GP, 0-1 В, 5-10 0(1)-5 5-17 Мат, 0-3 Донный осадок, 4-10 Альгобактериальный мат, субаквальные условия, - 0.2* - - 715.3±35 - - 56 - 0.3* - - 140.7±17 215.0±20 195.6±21 255.7±23 148.9±16 26.9±4 - 47.8±6 8.6±1 - 38 41 - - 0.6* 4.1* 6.7* 7.3* - - 290.2±27 4.8±1 1.5±0.2 28 - 7.1* - - 41.3±5 18.2±2 4.8±0.6 67 - - 97.4±10 33.5±4 8.9±1 42 71.2±8 12.1±3 3.9±0.4 36 61.2±7 2.0±0.1 0.6±0.1 24 53.0±6 50.5±6 15.9±4 5.1±0.8 53 70.1±8 24.8±5 8.0±1 51 95.7±10 79.6±10 25.5±3 40 IV. Почвы (почвоподобные тела) без макроскопических органогенных горизонтов 45.0±6 35.2±6 11.2±2 63 62.4±7 2.3±0.24 60.1±7 31.8±6 10.2±2 57 66.3±8 2.8±0.30 3.1±0.8 1.0±0.06 49 63.58 110.1±14 158.4±18 50.2±8 43 97.2±10 126.9±14 40.3±6 36 Отдельные объекты 920.7±46 15 - - 3.7 4.2 3.2* 5.2 4.4 1.0* 1.6* - 0.3* - - 160.3±19 11.1±2 3.6±0.4 24 - 0.5* - - 713.5±35 7.1±1 2.3±0.3 42 - - 56

водоток между озерами, 0-3 10-44 Органогенный горизонт из водоросли Prasiola crispa, 0-2 AD-58-15V Wcyanobacteria, эндолитный органогенный горизонт, 0-1 8.1 8.2 8.3 11.1 11.2 11.3 12.1 12.2 12.3 Фоновая незагрязнённа я почва, участок «черное озеро», 0-2 Подъем к площадке «Глонасс». Дорога для доставки стройматер-ов. свежее загряз 1-го года, 0-3 Дорога на аэродром, старое загрязнение нефтепродукта ми - - 94.3±10 14.3±2 9.0±1 55 - - - - 55.6±6 8.3±1 5.2±0.6 71 - - Почвы, загрязненные нефтепродуктами 81.4±7 12.7±2 8.1±1.4 187.1±17 30.9±5 19.5±3 68 71 - - - - - - 186.5±16 24.6±4 15.5±2 65 - - - - 244.2±21 213.5±19 112.5±11 51.4±4 71.1±7 32.5±4 60 64 - - - - 249.8±21 53.8±4 34.3±3 67 - - - - 112.0±12 161.4±19 3.1±0.4 17.5±2 75 73 - - - - 109.5±10 78 - - 4.8±1 27.7±5 14.2±3 * Приведена только доля грибного углерода в органическом углероде 57 9.1±1.8

Субантарктические почвы островов Галиндез и Кинг-Джордж с относительно теплым климатом характеризовались, в среднем, большими значениями грибной биомассы, нежели образцы с континента. Так, богатые органическим веществом почвы под моховым покровом и антарктической щучкой (Deschampsia antarctica É.Desv.) имели биомассу грибов от 250 до 600 мкг С/г почвы, бесплодные почвы без растительного покрова – 70-93 мкг С/г почвы (табл. 8). Такое активное развитие микобиоты, по-видимому, объясняется как более теплым климатом этого региона Антарктиды, так и наличием корневой системы у D. antarctica, имеющей микоризу (Upson et al., 2008). Таблица 8. Содержание и структура биомассы грибов в почвах о.Галиндез и Кинг-Джордж. грибы Биомасса ПигменМесто отбора № Длина (мицелий + грибного тированОбразца грибного споры), мкг С/г почвы мицелия, м/г почвы о. Галиндез, Leptosol Куртина Sanionia sp. G2 293.522 71.410 Долина мертвого мха G3 256.120 353.336 Почва- «амфибия» на G4 147.514 41.46 литорали Крупнощебнистый грунт с G5 116.010 56.88 небольшим количеством мелкозема Андезитовая скала с G6 174.216 48.87 лишайниковым покровом Почва под моховым покровом G7 574.541 526.449 Polytrichum srictum Скала с никипными G9 42732 252.027 лишайниками и мхом Sanionia sp. о. Кинг-Джордж (ст. Арцовски), Leptosol Щучковая тундра с А1 491.637 278.129 доминированием Deschampsia antarctica Щучковая тундра с А3 605.042 343.638 доминированием Deschampsia antarctica Пятно пучения А4 70.213 26.23 Андезитовая скала с А5 93.417 37.86 лишайниковым покровом (Usnea antarctica Du Rietz) Свежая незаросшая А6 82.615 35.05 поверхность морена мицелия, мкг С/г ный мицелий, % 45.26 111.913 26.44 38 40 51 35.56 67 30.55 74 329.636 43 157.818 62 174.120 36 215.327 39 16.53 24.94 65 73 21.24 57 Во всех изученных почвах содержание жизнеспособной (по люминесценции ФДА) биомассы примерно равно или лишь незначительно превышало уровни

присутствия мертвой биомассы. В целом, доля жизнеспособных клеток составляла от 40% в почвах «каменных мостовых» и «безгумусных почв» до 65% в почвах под моховым или лишайниковым покровом (Марфенина и др., 2016). Нами проведена оценка биоморфологической структуры биомассы грибов в примитивных почвах Антарктиды. В составе грибной биомассы выявлены как мелкие (≤ 3 мкм), так и крупные (≥ 5 мкм) споры. Во всех изученных почвах преобладали мелкие споры (834%). Спор диаметром 3-5 мкм было значительно меньше. В профилях всех изученных влажных почв под мхами и лишайниками доля крупных спор более 5 мкм составляла до 61%. При микроскопировании иногда отмечали прорастающие споры. В почвах с большим содержанием органического вещества, под покровом мхов и лишайников нередко присутствовали споры, имеющие специфическую морфологию, например, макроспоры рода Fusarium. Размерные характеристики грибного мицелия в изученных почвах Антарктики также имели свои особенности. Во всех образцах доминировал тонкий мицелий диаметром 2-3 мкм. Его присутствие могло достигать 943% от всего содержащегося мицелия. Отмечено, что доля средних и крупных спор, равно как и более толстого мицелия, возрастала в увлажненных почвах, имеющих больше органических веществ. Таким образом, в результате исследования охарактеризована структура биомассы микробных почвенных сообществ береговых оазисов Антарктиды. Биомасса грибов в большинстве биотопов составляет десятки мкг С/г почвы (Марфенина и др., 2016; Никитин и др., 2017a). Около 50% обнаруженных грибных пропагул жизнеспособны (Марфенина и др., 2016). Основной вклад (8899%) в микробную биомассу изученных типов антарктических почв вносят грибы, а не бактерии (Никитин и др., 2017a). Наибольшая биомасса микобиоты (> 700 мкг С/г почвы) отмечена в почвах с поверхностными (эпиэдафическими) органогенными горизонтами в виде моховых/лишайниковых подстилок, где происходит наиболее активное развитие грибного мицелия. Большая часть (7098%) грибной биомассы представлена спорами мелкого размера (≤ 3 мкм), а не мицелием. Для почв без мохово/лишайниково покрова отмечали накопление биомассы грибов в гиполитных горизонтах, экранированных с поверхности «каменной мостовой». В верхних слоях почв без мха и органогенных горизонтов основная часть мицелия (> 60%) содержит протекторные меланиновые пигменты. Существенное увеличение грибной биомассы за счет развития дрожжей зафиксировано в глееземах на сапропелевых отложениях при субаквальных условиях (до 290.2±27 мкг С/г почвы) и в альго-бактериальном мате на дне озера (920.7±46 мкг С/г почвы). 3.2. Изменение структуры грибной биомассы и таксономического состава микромицетов и дрожжей в ходе сукцессии. Содержание грибной биомассы в течение всего периода исследования было низко (десятые доли мг/г почвы) для обоих образцов (БОВ – богатый органическим веществом и НСОВ – с низким содержанием органического 59

вещества). Порядок этих величин согласуется с данными наших предыдущих работ (Марфенина и др., 2016; Никитин и др., 2017a), а также сопоставим с результатами авторов по арктическим терригенным – тип почв Gelisols (Schmidt, Bölter, 2002; Ball, Virginia, 2014) и аквальным биотопам (Бубнова, Никитин, 2017). Первоначальная (на 1-е сутки эксперимента) биомасса грибов в образце НСОВ в 3 раза ниже (0.096±0.014 мг/г почвы), чем в БОВ (0.310±0.048 мг/г почвы) (рис. 4). В биомассе обеих антарктических почв преобладали мелкие споры (размером до 3 мкм) и клетки дрожжей, их доля составляла до 84 % (Никитин и др., 2017в). Мицелия было очень мало (длина < 15 м/г почвы), его толщина составляла, преимущественно, до 3 мкм (табл. 9). Рис. 4. Динамика грибной биомассы: 1 – почва НСОВ, инкубируемая при +5°С; 2 – почва БОВ при +5°С; 3 – почва НСОВ при +20°С; 4 – почва БОВ при +20°С. Динамики содержания грибной биомассы в образцах НСОВ и БОВ при разных температурах инкубации заметно различались (табл. 9). В почве НСОВ нарастание биомассы при температуре +5°С отмечали только на 7-е сутки (до 0.490 мг/г почвы), а при +25°С – периодически в течение всего срока сукцессии (до 0.546 мг/г почвы на 60-е сутки) (рис. 4). Образец БОВ при +5°С имел два пика биомассы: первый – максимум (0.820±0.126 мг/г почвы) на 30-е сутки, а второй – 0.711±0.109 мг/г почвы на 60-е сутки. При +25°С в этой почве был только один пик биомассы (0.742 мг/г почвы) на 4-е сутки. Таблица 9. Структура биомассы грибов в течение эксперимента-сукцессии. Общая биомасса грибов мг/г почвы Образец, температура инкубации в ᴼС НСОВ, +5С 1-е Сутки 4-е сутки 7-е сутки 14-е сутки 30-е сутки 45-е сутки 60-е сутки 0.096± 0.014 0.164± 0.025 0.490± 0.074 0.388±0.059 0.293±0.014 0.210±0.046 0.112±0.018 БОВ, +5С 0.310± 0.048 0.496± 0.074 0.611± 0.093 0.404±0.061 0.820±0.126 0.406±0.062 0.711±0.109 НСОВ, +20С 0.096± 0.014 0.348± 0.054 0.307± 0.047 0.392±0.060 0.449±0.069 0.360±0.055 0.546±0.083 60

Биомасса мицелия мг/г почвы БОВ, +20С 0.310± 0.048 0.742± 0.113 0.577± 0.088 0.378±0.059 0.588±0.089 0.430±0.067 0.693±0.108 НСОВ, +5С 0.016± 0.002 0.014± 0.002 0.006 0.008±0.001 0.003 - - БОВ, +5С 0.046± 0.008 0.026± 0.004 0.031± 0.005 0.144±0.022 0.175±0.026 0.010 0.112±0.018 НСОВ, +20С 0.016± 0.003 0.018± 0.003 0.007 0.002 0.009 - - БОВ, +20С 0.046± 0.008 0.041± 0.006 0.027± 0.004 0.018±0.003 0.104±0.017 0.022±0.003 0.051±0.008 Прирост грибной биомассы не всегда сопровождался увеличением длины мицелия. В бедном органическим веществом образце она ничтожно мала (единицы м/г почвы) или мицелий не был отмечен при обеих температурах инкубирования почв в течение всего эксперимента (табл. 9). В образце почвы БОВ доля мицелия при +5°С составляла не более 36% от общей биомассы, а при +25°С – не превышала 18%. Исходя из ряда морфологических признаков (шрамы почкования, биполярное расположение мелких округлых клеток около одной большой, бластические перетяжки, частое расположение вплотную друг к другу округлых клеток), более 70% округлых и овальных пропагул диаметром от 3 до 5 мкм, отмеченных в ходе люминесцентного анализа на 7, 30 и 45-е сутки, были отнесены нами к дрожжам (Никитин и др., 2017в). В эти же сроки, в посевах образца почвы БОВ, инкубированных при +5°С, отмечали значительную численность (от 103 до 104 КОЕ/г почвы) дрожжей Goffeauzyma gilvescens (бывший Cryptococcus gilvescens). Опираясь на публикации отечественных и зарубежных коллег (Zhang et al., 2013), полагаем, что возрастание численности дрожжей может быть объяснено относительно большой влажностью (30% от ППВ) для данного гранулометрического состава (в основном песок) и обилием легкодоступной органики из отмерших остатков мхов в исследуемых образцах (Лупачев, Абакумов, 2013; Mergelov et al., 2015). Доля жизнеспособных клеток (по люминесценции ФДА) при +5°С была выше (до 83% на 7-е сутки в бедном и до 91% на 30-е сутки в образце БОВ), чем при +20°С (до 71% на 4-е сутки в НСОВ и до 79% на 4-е сутки в БОВ) (рис. 5). Эти данные коррелируют с изменениями общей биомассы грибов при низкотемпературной инкубации почвенных образцов (рис. 4), что, вероятно, связано с адаптацией части пула антарктических грибов к низким температурам. 61

Рис. 5. Динамика биомассы жизнеспособных пропагул: 1 – почва НСОВ, инкубируемая при +5°С; 2 –БОВ при +5°С; 3 – почва НСОВ при +20°С; 4 – почва БОВ при +20°С. Таксономическое богатство в сукцессии для обоих образцов при обеих температурах инкубации характеризовалось небольшим разнообразием видов микобиоты (табл. 10). Из изученных образцов выделен 31 вид микроскопических грибов и 2 вида дрожжей. Большинство обнаруженных в ходе исследования микромицетов (30 видов) являются представителями отдела Ascomycota, а 1 вид (Mortierella alpina) относится к отделу Zygomycota; дрожжи – к отделу Basidiomycota. В ходе анализа нами обнаружено только 2 телеоморфных вида – Thelebolus microsporus и Eurotium niveoglaucum. Ранее отмечено, что в экстремальных условиях обитания число видов, представленных телеоморфными стадиями, мало (Arenz, Blanchette, 2011; Hassan et al., 2016). В результате исследования грибных сукцессий выделены представители 17 родов микроскопических грибов: Aspergillus, Aureobasidium, Cadophora, Cladosporium, Coniothyrium, Cryptendoxyla, Epicoccum, Eurotium, Lecanicillium, Microascus, Mortierella, Penicillium, Phoma, Pseudogymnoascus, Sarocladium, Simplicillium, Thelebolus. Дрожжи в эксперименте-сукцессии представлены только базидиомицетами Goffeauzyma и Rhodotorula (табл. 10), что было ранее отмечено для полярных почв (Buzzini et al., 2012; Zhang et al, 2013). Видовое разнообразие микроскопических грибов, выявленное в нашем исследовании, было во многом схожим с данными микологов как по Антарктиде (Arenz, Blanchette, 2011; Власов и др., 2012; Hassan et al., 2016), так и по Арктике (Bergero et al., 1999; Kochkina et al., 2014). Из образца НСОВ выделено 20 видов микромицетов, столько же видов выделено и из образца БОВ. Также в обоих образцах нами было обнаружено 2 вида дрожжей. Почва с низким содержанием органического вещества характеризуется наличием микромицетов редких в антарктических субстратах (Arenz, Blanchette, 2011; Hassan et al., 2016) (роды Coniothyrium, Cryptendoxyla, Sarocladium) (табл. 10). Для этого образца отмечали большее разнообразие меланизированных родов Aureobasidium, Cladosporium, Epicoccum. В свою 62

очередь, в почве богатой органическим веществом есть роды, не выявленные в образце НСОВ (Cadophora, Lecanicillium, Microascus, Pseudogymnoascus, Simplicillium). В образце БОВ относительно большую численность имели грибы с гиалиновым мицелием (Aspergillus, Penicillium, Pseudogymnoascus и др.) или каротинсодержащие роды (Phoma, Thelebolus, Rhodotorula) (табл. 10). Численность микромицетов по результатам посева на среду Чапека невелика – 2 10 -103 КОЕ/г почвы у всех видов, кроме Thelebolus microsporus и Pseudogymnoascus pannorum (до 104 КОЕ/г почвы) преобладающих в образце БОВ из-под мохового покрова (на 30-е и 60-е сутки для T. microsporus и на 45-е сутки для P. pannorum) при +5˚С. Поскольку активное развитие мицелия (до 0.175 мг/г почвы) происходило только в этом образце при низкой температуре (+5˚С) инкубации почвы, полагаем, что именно они делали значительный вклад в прирост мицелия. По литературным данным T. microsporus и P. pannorum – психротолеранты, часто обнаруживаемые исследователями в полярных широтах (Hassan et al., 2016; Kochkina et al., 2014). Вероятно, эти виды доминируют не только в посевах на агаризованные среды, но и в нативных почвах Антарктиды, развивающихся под моховым покровом. Такая супердоминантность малого числа видов микроорганизмов характерна для полярных биотопов (Vlasov et al., 2012). В качестве второго преобладающего вида в почвах из-под мохового покрова можно рассматривать дрожжи Goffeauzyma gilvescens (численность 103-104 КОЕ/г почвы и относительное обилие до 100%). Для НСОВ на протяжении всего эксперимента доминантов не выявлено. Выделенные и идентифицированные на основании анализа участка ITS рДНК виды микромицетов – Cadophora novi-eboraci, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Eurotium niveoglaucum, Lecanicillium fungicola, Microascus cinereus, Simplicillium aogashimaense ранее не зафиксированы в субстратах Антарктиды (Матвеева и др., 2015; Власов и др., 2012; Hassan et al., 2016). Большинство из них обнаружено нами на 7 и 14-е сутки эксперимента. По результатам анализа разнообразие и относительное обилие микромицетов исследованных почв в большей степени зависели от температуры культивирования посева, чем от температуры, при которой проводилась сукцессия (статистическая значимость факторного анализа p>0,06) (рис. 6). Так, вне зависимости от температуры инкубации почвы, в посевах, выдерживаемых при +5°С (психротолеранты или психрофилы) отмечено низкое разнообразие грибов. При этой температуре из почвы НСОВ выявлено только 6 видов микромицетов: Aureobasidium pullulans, Cladosporium cladosporioides, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Sarocladium kiliense, Thelebolus microsporus и дрожжи Goffeauzyma gilvescens (табл. 10). В образце БОВ в посевах при +5°С обнаружено всего 4 вида микромицетов – Cadophora novieboraci, Cladosporium herbarum, Pseudogymnoascus pannorum, Thelebolus microsporus и дрожжи Goffeauzyma gilvescens (Никитин и др., 2017в). Высокое относительное обилие (более 50%) в обоих образцах выявлено только у видов T. microsporus и G. gilvescens. 63

Рис. 6. Степень зависимость обилия микромицетов от температуры культивирования посева (слева) и температуры инкубирования почвы (справа). Факторный анализ. При повышенной температуре (+25°С) инкубации посевов разнообразие микромицетов было больше, особенно для образца НСОВ. Удалось выделить редкие, ранее не встречавшиеся в Антарктиде виды, перечисленные выше, а доминировали (относительное обилие более 50%) эвритопные микромицеты родов Aspergillus и Penicillium c малой численностью (до 102-103 КОЕ/г почвы) (табл. 10). При низкой температуре (+5°С) эти роды нами не зарегистрированы. Исследователями показано, что среди Aspergillus и Penicillium мало психротолерантов (Domsch et al., 2007; Kochkina et al., 2014), а представители рода Aspergillus наиболее часты в более теплых почвах (Grishkan, 2016; Добровольская и др., 2015; Ivanova, Marfenina, 2015; Марфенина и др., 2016). Вероятно, эти грибы занесены в Антарктиду естественным (воздушный перенос, морские течения, птицы, млекопитающие) или антропогенным путем (Kochkina et al., 2014). На начало эксперимента разнообразие выделяемых из каждого образца микроскопических грибов составляло 5-8, а к концу сукцессии увеличилось до 1519 видов (рис. 7). Хотя увеличение числа видов отмечали в течение всех 60 суток, наибольший рост в накоплении видового разнообразия происходил в первые две недели эксперимента. На первом этапе сукцессии (1-е и 7-е сутки) основной вклад в видовой состав обеих почв вносили психротолерантные представители родов Thelebolus, Cladosporium и Goffeauzyma, а также ксеротолерантные (Aspergillus и Penicillium) микромицеты. На 7-30-е сутки эксперимента видовое богатство дополняли меланинсодержащие грибы Aureobasidium, Cadophora, Cladosporium и каротиноидные Phoma и Rhodotorula, а также большинство редких микромицетов с малым относительным обилием (менее 10%) и численностью (около 10 2 КОЕ/г почвы) (табл. 10). На последних этапах сукцессии (45-60-е сутки) увеличение видового разнообразия почти не происходило, появился только один вид, не отмеченный ни для одного из образцов ранее – Sarocladium strictum. 64

Рис. 7. Прирост количества выделенных видов микромицетов в ходе сукцессии с инкубацией почв при +5°С: 1 – НСОВ, 2 – БОВ; и при +20°С: 3 – НСОВ; 4 – БОВ. Дрожжи Goffeauzyma gilvescens зафиксированы на всех стадиях сукцессии в обоих образцах. Но большой численности (от 103 до 104 КОЕ/г почвы) и высокого обилия (от 60 до 100%) они достигали только на 7, 30 и 45 сутки в обеих почвах, при высокой температуре (+20°С) инкубации почвы и низкой (+5°С) температуре культивирования посевов (Никитин и др., 2017в). R. mucilaginosa отмечена на 3060-е сутки эксперимента. Относительно обильны (до 2.4×103 КОЕ/г почвы) эти дрожжи только в БОВ во всех вариантах эксперимента. Таким образом, определены условия и оптимальные сроки «оживления» образцов антарктических почв для прироста биомассы грибов и выявления максимального разнообразия, культивируемых микромицетов – 14-е сутки (Никитин и др., 2017в). Биомасса грибов в исследованных антарктических почвах невелика (десятые доли мг/г почвы), но в почве более богатой органическим веществом (БОВ) она выше, чем в образце НСОВ. Значительная часть биомассы (до 84%) представлена мелкими (до 3 мкм) спорами и дрожжами, а не мицелием. Увеличение биомассы грибов не всегда было обусловлено приростом мицелия. На 7, 30 и 45-е в почве БОВ увеличение биомассы в основном происходило за счет размножения дрожжей. А в почве НСОВ масса мицелия оказалась чрезвычайно мала во всех вариантах опытов на всем протяжении эксперимента. Доля жизнеспособных пропагул была на 10-12% больше в обоих образцах при низкой температуре инкубации, чем при высокой. Выделенные в процессе эксперимента-сукцессии и определенные нами по молекулярным характеристикам 7 видов микромицетов (Cadophora novi-eboraci, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Eurotium niveoglaucum, Lecanicillium fungicola, Microascus cinereus, Simplicillium aogashimaense), ранее не были зафиксированы в Антарктиде. Большинство из них выделено на 7 и 14-е сутки эксперимента преимущественно из НСОВ образца. На 1-е сутки сукцессии разнообразие грибов из каждого образца составляло не более 8, а к концу эксперимента их число увеличилось до 15-19 видов. Хотя увеличение видового 65

богатства отмечали в течение 60 суток, максимальный прирост числа видов происходил в первые 14 дней эксперимента. Большее влияние на численность и разнообразие видов оказывала температура культивирования посевов, а не инкубации почвы. При высокой (+25˚С) температуре инкубации посева в обеих почвах преобладали эвритопные виды, значительную долю которых составляли представители родов Aspergillus и Penicillium. А при низкой температуре (+5˚С) в посевах доминировали (численность до 104 КОЕ/г почвы) психротолерантные микромицеты T. microsporus и дрожжи G. gilvescens, относительное обилие которых доходило до 100% (Никитин и др., 2017в). 66

Таблица 10. Видовое богатство микобиоты в процессе сукцессии, вызванной повышенной температурой и увлажнением. Образец с низким содержанием Образец с высоким содержанием органического вещества органического вещества Вид t почвы t почвы t почвы t почвы t почвы t почвы t почвы t почвы +5ᴼС +5ᴼС +20ᴼС +20ᴼС +5ᴼС +5ᴼС +20ᴼС +20ᴼС t посева t посева t посева t посева t посева t посева t посева t посева +5ᴼС +25ᴼС +5ᴼС +25ᴼС +5ᴼС +25ᴼС +5ᴼС +25ᴼС Aspergillus fumigatus Fresen. 45 7 A. niger Tiegh. 14, 30, 45 60 14 7 A. versicolor (Vuill.) Tirab. 1, 45 1, 7, 45 1, 45 1, 7 Aureobasidium pullulans (de Bary & Löwenthal) G. 7 Arnaud Cadophora novi-eboraci R. Travadon, D.P. Lawrence, S. Rooney-Latham, W.D. Gubler, 14 P.E. Rolshausen & K. Baumgartner** Cladosporium cladosporioides 14 1 1, 7 (Fresen.) G.A. de Vries C. herbarum (Pers.) Link 1 1 7, 30 7, 30 Coniothyrium glomeratum 14 Corda** Cryptendoxyla hypophloia 14 14 7 Malloch & Cain** Epicoccum nigrum Link** 45 Eurotium niveoglaucum (Thom & Raper) Malloch & 1 Cain** Goffeauzyma gilvescens (Chernov & Babeva) X.Z. Liu, 1, 7, 30, 1, 7, 14, 1, 7, 14, 1, 45 30 F.Y. Bai, M. Groenew. & 45, 60 45, 60 30, 45, 60 Boekhout**

Lecanicillium fungicola (Preuss) Zare & W. Gams** Microascus cinereus Curzi** Mortierella alpina Peyronel 45 Penicillium aurantiogriseum 14, 45 7 Dierckx P. chrysogenum Thom 7, 14. 30 1, 7, 45, 60 45, 60 P. commune Thom P. fellutanum Biourge 1 1 1, 7 P. glabrum (Wehmer) Westling 14, 30 7, 60 1, 7, 45 P. griseofulvum Dierckx 7 P. janthinellum Biourge 1, 7, 14 1 P. pinophilum Hedgc. 7 P. solitum Westling 1, 7 30 30 P. spinulosum Thom 7, 14 P. waksmanii K.M. Zaleski 45 Phoma herbarum Westend. ** 7 Pseudogymnoascus pannorum (Link) Minnis & D.L. 14 45 Lindner** Rhodotorula mucilaginosa (A. 45 30, 60 Jörg.) F.C. Harrison** Sarocladium kiliense (Grütz) 14 Summerb. ** S. strictum (W. Gams) Summerbell Simplicillium aogashimaense 30 Nonaka, Kaifuchi & Masuma** Thelebolus microsporus 14, 30, 45, 1, 7, 14, 1 7 (Berk. & Broome) Kimbr. ** 60 30, 45, 60 Итого видов 6 13 4 15 4 14 * - числами в колонках указаны сутки, при отборах на которые были выделены соответствующие виды. ** - виды, идентифицированные на основании анализа участка ITS рДНК. 68 45 7 7, 45, 60 7 1 1, 7 1, 7, 30 45 7 30, 45 60 7, 14, 30 7, 30, 45, 60 3 16

3.3. Численность копий гена ITS рДНК грибов в антарктических почвах Важно оценить и сравнить численность грибов в почвах, используя различные подходы. В настоящей работе она была определена не только классическими (люминесцентная микроскопия, микробиологический посев), но и молекулярно-генетическими методами. Ранее из почв Антарктиды проводили только выделение и секвенирование грибной ДНК методом DGGE (Wei et al., 2015). Нами впервые осуществлен анализ численности копий гена ITS рДНК грибов в ряде типичных антарктических почв. Численность копий гена ITS рДНК грибов в изученных почвах Антарктиды относительно высока. Максимальное значение (4.91010) было во влажной и богатой питательными веществами почве биотопа с моховым покровом, а минимально (8.2108) – в бесплодных почвах реголитов (рис. 8). В большинстве образцов порядок величины также составлял 108. По сравнению с ледниковыми высокогорными почвами США и обычными для умеренных широт почв, значения наших показателей завышены. Во-первых, численность копий гена ITS рДНК грибов в этих почвах США не превышает 105 копий гена ITS рДНК/г почвы (Brown, Jumpponen, 2014), а в темно-серых почвах Luvic Retic Greyzemic Phaeozem (Loamic) Московской области численность копий гена ITS рДНК грибов составляет от 5.0107 до 9.4107 копий гена ITS рДНК/г почвы (Железова и др., 2015). Такая разница между наибольшим и наименьшим значениями может быть объяснено следующими гипотезами. В первом случае, пересчет результата шел на органический субстрат (моховый покров), а в других образцах – на более сложную и плотную органо-минеральную субстанцию – из которой, во-первых, выделяется лишь часть микробной ДНК (Andronov et al., 2012); во-вторых, распределение генетического материала по грибным гифам может быть неравномерным и меняться в зависимости от физиологического состояния организма (Boyce, Andrianopoulos, 2015), поэтому данные по этому показателю плохо коррелируют с другими количественными характеристиками микобиоты. Во всех изученных нами почвах количество копий гена ITS рДНК грибов уменьшалось от верхних горизонтов к нижним. Наибольшая разница (на два математических порядка) между значениями этого показателя в поверхностном и подповерхностным слоях, отмечена для моховой долины, а наименьшая (всего в 1.1 раза) – для плакора с лишайниково-моховым покровом. Однако в почве подо мхом численность копий гена ITS рДНК грибов заметно больше (1.2109) в нижнем горизонте, чем в подповерхностном слое (2.1108). С чем связана такая разница не совсем ясно. Возможно, у окончаний моховых ризоидов на глубине 2-3 см (нижний горизонт) происходит более интенсивное выделение экссудатов растениями, поэтому здесь сконцентрировано больше симбионтных грибов (Tosi et al., 2002). Схожую закономерность нам удалось показать при оценке численности микобиоты классическими методами (люминесцентной микроскопии и микробиологическим посевом), что косвенно доказывает достоверность полученных данных.

Рис. 8. Численность копий гена ITS рДНК грибов в почвах типичных биотопов береговых антарктических оазисов. Цифрами обозначены: 1-3 – почва влажного биотопа под моховым покровом (0-1 см, 1-1.5см, 2-3см соответственно); 4-5 – каменистая почва сухого биотопа без макрорастительности – реголит (0(1)-5 см, 5-17 см соответственно); 6-8 – почва сухого биотопа с лишайниковым покровом (2-7 см, 17-31 см, > 31 см). Итак, впервые проведена оценка численности копий гена ITS рДНК грибов в почвах Антарктиды с помощью метода qPCR real time. Максимальные значения этого показателя (порядка 1010) обнаружено во влажных биотопах с моховым покровом, а минимальные (на уровне 108) – в сухих реголитах и бесплодных «каменных мостовых». Это достаточно высокие значения даже по сравнению с богатыми микобиотой почвами умеренных широт, где численности копий гена ITS рДНК грибов обычно составляет до 9.4107 копий гена ITS рДНК/г почвы (Железова и др., 2015). 3.4. Таксономическое разнообразие, численность и экологические характеристики культивируемых микроскопических грибов. Из исследованных почв Антарктиды нами выделено 153 вида грибов, которые относятся к 77 родам из 3 отделов (табл. А1). Отдел Mucoromycota представлен родами Absidia, Mortierella, Mucor, Rhizopus и Umbelopsis. Отдел Ascomycota – 5 телеоморфными (Antarctomyces, Microascus, Thelebolus, Talaromyces и Pseudogymnoascus) и 57 анаморфными родами, среди которых 2 рода – дрожжи (Candida, Debaryomyces), остальные – мицелиальные микромицеты. Наибольшим видовым разнообразием характеризовались роды: Penicillium (27 видов), Phoma (11 видов) Cladosporium (9 видов), Cadophora (8 видов), Aspergillus (7 видов), Thelebolus (5 видов), Alternaria (4 вида). Отдел 70

Basidiomycota представлен только дрожжами 10 родов: Cryptococcus, Filobasidium, Glaciozyma, Goffeauzyma, Hannaella, Leucosporidium, Mrakia, Phenoliferia, Rhodotorula, Vishniacozyma. Определенные по анализу ITS рДНК 15 видов микромицетов (7 из них выделены в ходе эксперимента-сукцессии): Cadophora novi-eboraci, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Eurotium niveoglaucum, Lecanicillium fungicola, Microascus cinereus, Microsphaeropsis olivacea, Monocillium nordinii, Oedocephalum nicotianae, Ophiocordyceps sinensis, Simplicillium aogashimaense, Sympodiomycopsis kandeliae, Paraphoma fimeti, Periconia igniaria, Peyronellaea calorpreferens ранее не отмечены микологами в Антарктиде. Было выделено 26 типов изолятов, представленных стерильными пигментированными или гиалиновыми, часто дрожжеподобными, мицелиями неопределенного систематического положения ввиду их сложной культивации. Известно, что для образования органов спороношения и формирования спор, грибам необходим запас энергии, которая нужна и для образования органов спороношения (Domsch et al., 2007). Экстремально холодный климат Антарктиды, а также, зачастую, малое количество органических веществ может ограничивать рост и размножение (в первую очередь, половое) (Maggi et al., 2013). По-видимому, в природе многие антарктические штаммы не формируют споры, конидии и, тем более, более сложные структуры: пикниды, апотеции и т.п. (Frisvald, 2008). Такие грибы субстратов Антарктиды смогли приспособиться к вегетативному типу размножения, когда мицелий (часто меристематический или дрожжеподобный) распадается на отдельные клетки или группы клеток (модули) (Gorbushina et al., 2003; Boyce, Andrianopoulos, 2015). По всей видимости, грибы подготавливаются к такому типу размножения, регулируя степень агрегации клеток в колонии на физиологическом уровне. Часто при выделении таких изолятов в чистую культуру они остаются стерильными даже в условиях максимального роста (Gostinčar et al., 2009). Таким образом, эти грибы сохраняют свою консервативную стратегию размножения даже при наличии благоприятных условий, что косвенно указывает на их действительную экстремофильность. Кроме стерильных мицелиев, в ходе работы замечены и другие морфологические особенности у части изолятов. Так, некоторые микромицеты, культивирующиеся при +5С, обладали многочисленными хламидоспорами и, иногда видимыми без микроскопа, синнемами. Как некоторые исследователи (Sterflinger et al., 2012), полагаем, что это морфологическая адаптация к низким температурам. Обильные синнемы косвенно доказывают приспособленность штаммов к экстремальным условиям Антарктиды. Интересно, что такая морфологическая адаптация как склероции, по-видимому, не является основной для психрофильных и психротолернатных видов (Frisvad, 2008). Из всего многообразия выделенных видов, склероциями обладал только Aspergillus sclerotiorum. Количество выделенных видов в образцах варьировало от 2 до 9. Наибольшее разнообразие (до 9 видов на образец) отмечено в бедных органическим веществом почвах («каменных мостовых», реголитах, «безгумусные почвы» и др.). В то время как в почвах под обильным моховым 71

или лишайниковым покровом число таксонов было минимально (2-5 видов). Нами отмечена экспоненциальная тенденция увеличения общего числа видов микобиоты при анализе все большего количества образцов. Данная зависимость может быть охарактеризована индексом Chao1 (рис. 9). Для наиболее контрастных в данном случае, тропических почв по Калашниковой и Александровой (Калашникова, Александрова, 2015), кривая накопления видов в зависимости от числа проанализированных образцов гораздо круче, чем для антарктических образцов. Это свидетельствует о значительно меньшем таксономическом разнообразии (как минимум, культивируемой микобиоты) в полярных экосистемах, по сравнению с теми, что ближе к экватору. Рис. 9. Тренд увеличения количества видов микобиоты в зависимости от числа проанализированных образцов. Левый график – в тропических почвах (Калашникова, Александрова, 2015); правый график – в проанализированных антарктических образцах. Грибные сообщества изученных почв Антарктиды можно охарактеризовать по биотопам. Так, в долинах с развитым моховым и/или лишайниковым покровом преобладали роды с каротиноидными пигментами и/или хинонами: Phoma, Thelebolus, Ascochyta, многие Penicillium, Aureobasidium, Rhodotorula, а также стерильные мицелии ярко оранжевых и красных тонов, неидентифицированные целомицеты. Различными авторами неоднократно сообщалось о преобладании пигментированных микромицетов в экстремальных местообитаниях (Vincent, 2000; Singh et al., 2011; Onofri et al., 2014; Villarreal et al., 2016). Однако, о детальных закономерностях распределения микромицетов с меланинами или каротиноидами по тем или иным биотопам Антарктиды, не было известно. Моховый покров частично уменьшает воздействие УФ и ионизирующих излучений, поэтому для защиты от них большинству грибов здесь, вероятно, хватает только каротиноидных пигментов. Такие зигомицеты как Absidia, Mucor, Rhizopus также отмечены только в моховых подстилках (табл. 8). Биотопы без покрова первичных 72

продуцентов («каменные мостовые», реголиты, «безгумусные почвы» и др.) содержали, преимущественно, меланизированные и/или мелкоспоровые культуры: Aspergillus, Alternaria, Acremonium, Cadophora, Cladophialophora, Cladosporium, Clonostachys, Epicoccum, Exophiala, а также стерильные темноокрашенные мицелии. В аквальных биотопах доминировали дрожжеподобные Antarctomyces, Hyphozyma, Geotrichum, некоторые Phoma, Thelebolus, Tolypocladium. Экологические предпочтения Penicillium были весьма разнородны. Одни виды (P. aurantiogriseum, P. brevicompactum, P. citrinum, P. chrysogenum, P. funiculosum) часто встречались в почвах со мхами, другие (P. canescens, P. fellutanum, P. janczewskii) – в солончаках и «каменных мостовых» с альго-бактериальными пленками. Большинство же видов этого рода отмечено во многих биотопах. После проведения кластерного анализа методом Варда с определением Евклидовых расстояний, были выявлены закономерности сходства видового разнообразия микромицетов и дрожжей для почв типичных биотопов Антарктиды (рис. 10). Рис. 10. Результат кластерного анализа группировок видов микромицетов, характерных для различных биотопов Антарктиды. В массиве данных было выделено 2 кластера. Первый из них сформирован из группы почв совершенно разных по свойствам биотопов – солончаков, орнитоземов, субаквальных почв и почвоподобных тел без мохового/лишайниковым покровом; второй – представлен одним типом 73

биотопа с мохово-лишайниковым растительностью. Самыми близкими по таксономическому разнообразию микобиоты оказались кластеры солончаков и орнитоземов, где были общими рудеральные виды: Aspergillus fumigatus, A. niger, A. versicolor, Penicillium expansum. Вероятно, главной причиной такой необычной закономерности является то, что пропагулы этих грибов находились в данных биотопах со специфическими негативными условиями (высокие концентрации легкорастворимых солей – в солончаках; высокие значения рН – в орнитоземах) в покоящемся состоянии. Наиболее далекими кластерами по набору выделенных видов являлись группы биотопов почвы с покровом мхов/лишайников и солончаки. Отметим также, что из орнитогенных почв выявлено наименьшее число видов – 10; из солончаков и почв в субаквальных условиях – большее количество видов – 27 и 46 соответственно. Наибольшим видовым разнообразием характериовались почвы биотопов без мохового/лишайникового покрова («каменные мостовые», «безгумусны почвы», реголиты и др. – 82 вида) и с этими первичными продуцентами (почвы с эпиэдафическими органогенными горизонтами – 90 видов). При расчете индекса разнообразия Шеннона оценено видовое разнообразие сообществ микромицетов различных биотопов Антарктиды. Показано, что сообщества культивируемых грибов содержат тем больше видов, чем менее увлажнен биотоп (табл. 11). В субаквальных биотопах Антарктиды (грунты озер, дна ручьев, глееземы) значения этого индекса в таксономического разнообразия колеблются от 2.68 до 3.20. Более сухие почвы под моховым и лишайниковым покровом содержали большее число видов (Н=3.45-4.12). Максимальное количество таксонов отмечали для почв безводных биотопов с наименьшим содержанием органических – «каменных мостовых» и реголитов (Н=5.24-5.63). Такие результаты можно объяснить следуюшими причинами. Во-первых, сухие биотопы прогреваются лучше, нежели влажные (Абрамов и др., 2011; Гиличинский и др., 2012). Это может дать стимул к развитию грибов, часто являющихся ксеротолерантами. Во-вторых, метод микробиологического посева, с помощью котрого были получены данные по индексу видового разнообразия Шеннона, не способен разделить активные пропагулы от покоящихся. Полагаем, что многие микромицеты, выделенные из «каменных мостовых» и реголитов не развивались на материке, но смогли прорасти в благоприятных лабораторных условиях. Таблица 11. Индекс видового разнообразия Шеннона (Н) для изученных почв Антарктиды. Тип почвы/биотопа Индекс Шеннона (H) Донные грунты пересохших озер 2.68 Глееземы 2.89 Субаквальные почвы у ручьев 3.20 Влажные почвы под 3.45 мохово/лишайниковым покровом Сухие почвы под лишайниковым 4.12 покровом «Каменные мостовые» 5.24 Реголиты 5.63 74

Говоря о приуроченности некоторых родов к географическим объектам, отметим следующее. Типичный антарктический вид Antarctomyces psychrotrophicus выделен только из Субантарктики (ст. Арцтовски и Академик Вернадский), а также оазисов Холмы Тала (ст. Молодежная) и Ширмахер (ст. Новолазаревская), но не был характерен для почв оазиса Холмы Ларсеманн (ст. Прогресса) и мыса Беркс (ст. Русская), с которых исследовано большая часть образцов. Также лишь в этом регионе нами были обнаружены Tolypocladium cylindrosporum (ст. Арцтовски) и Т. tundrense (ст. Академик Вернадский). Исключительно в почвах оазиса Ширмахер найдены Leuconeurospora polypaeciloides, Phenoliferia glacialis и Thelebolus globosus, а у мыса Беркс – Mucor hiemalis, Penicillium solitum и P. roseopurpureum. Наибольшее разнообразие видов микромицетов, встреченных только в определенных районах, выявили в оазисах Холмы Ларсеманн и Холмы Тала. Так, из субстратов первого из них, выделены: Ascophanus subfuscus, Cladosporium australiense, Curvularia lunata, Debaryomyces hansenii, Fusarium sporotrichioides, Geotrichum candidum, Microsphaeropsis olivacea, Phialocephala lagerbergii, Phoma muscivora, P. eupyrena, P. exigua, Talaromyces flavus, Trichurus spiralis и Wardomyces inflatus. А лишь в Холмах Тала – целый ряд видов: Absidia cylindrospora, Alternaria viburni, Arthrinium sphaerospermum, Aspergillus sclerotiorum, Cadophora fastigiata, Cadophora finlandica, Cladosporium tenuissimum, Cladosporium delicatulum, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Cylindrocarpon obtusiusculum, Epicoccum nigrum, Exophiala tremulae, Filobasidium oeirense, Herpotrichia juniper, Hyalodendriella betulae, Lecanicillium fungicola, Leptosphaeria coniothyrium, Leucosporidium muscorum, Microascus cinereus, Monocillium nordinii, Ophiocordyceps sinensis, Paecilomyces marquandii, Paraphoma fimeti, Penicillium funiculosum, P. canescens, P. fellutanum, P. simplicissimum, Periconia igniaria, Peyronellaea calorpreferens, Phoma crurishominis, P. delphinii, P. leveillei var. microspora, P. septicidalis, Rhinocladiella similis, Scopulariopsis murina, Sympodiomycopsis kandeliae, Simplicillium aogashimaense, Vishniacozyma victoriae. С другой стороны, были виды, обнаруженные на объектах всех или большинства (кроме одной) исследованных антарктических станций – Aspergillus fumigatus, A. niger, Cadophora sp., Penicillium aurantiogriseum, P. griseofulvum, Phoma herbarum. Учитывая, что роды Aspergillus и Penicillium встречаются повсеместно, но далеко не все виды способны к росту при низких температурах (Frisvad, 2008), полагаем, что они являются заносными для Антарктиды, в то время как Cadophora и Phoma – типичны этого материка (Hassan et al., 2016). Для определения степени сходства таксономического разнообразия микромицетов в почвах изученных антарктических станций, был проведен кластерный анализ методом Варда с определением Евклидовых расстояний (рис. 11). 75

Tree Diagram for 6 Variables Ward`s method Euclidean distances 12 11 Linkage Distance 10 9 8 7 6 5 4 Молодежная Академик Вернадс кий Рус с кая Арцтовс ки Новолазаревс кая Прогрес с Рис. 11. Результат кластерного анализа группировок видов микромицетов, характерных для различных российских антарктических станций. Программой «STATISTICA 10» сформировано 2 отчетливых кластера. В первом – только станция Молодежная (Восточная Антарктида); во втором – остальные исследованные станции. Полагаем, что такое разделение связано, в первую очередь, с климатическими условиями, которые в оазисе Холмы Тала (ст. Молодежная) наиболее суровы по сравнению с другими рассмотренными районами Антарктиды (Долгих и др., 2014) и, вероятно, лимитируют развитие значительной части видов грибов. Второй кластер расходится на две группы, объединяющие Субантарктические старнции (Академик Вернадский и Арцтовский) со станцией Новолазаревская (Востоная Антарктида), а также станцию Русская (Западная Антарктида) и Прогресс (Восточная Антарктида) (рис. 11). Остается неясным такое разделение кластеров, но можно предположить, что связующим звеном между этими объектами являются ветра сходных направлений и набор близких по свойствам биотопов. Выделенные и определенные нами по молекулярным характеристикам 15 видов микромицетов (7 из них в ходе эксперимента-сукцессии): Cadophora novi-eboraci, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Eurotium niveoglaucus, Lecanicillium fungicola, Microascus cinereus, Microsphaeropsis olivacea, Monocillium nordinii, Oedocephalum nicotianae, Ophiocordyceps sinensis, Simplicillium aogashimaense, Sympodiomycopsis kandeliae, Paraphoma fimeti, Periconia igniaria, Peyronellaea calorpreferens, ранее не были отмечены в Антарктиде. 76

Выявлены виды, характерные только для определенных районов Антарктиды. A. psychrotrophicus обнаружен в субаквальных биотопах и орнитоземах (Табл. А1). Tolypocladium cylindrosporum и Т. tundrense – лишь в мохово-лишайниковом покрове; Absidia cylindrospora, Cladosporium delicatulum, Vishniacozyma victoriae, Filobasidium oeirense, Herpotrichia juniper, Hyalodendriella betulae, Lecanicillium fungicola, Leuconeurospora polypaeciloides, Monocillium nordinii, Paraphoma fimeti, Penicillium funiculosum, P. roseopurpureum, Phoma cruris-hominis, P. delphinii, P. leveillei var. microspore, P. septicidalis, Simplicillium aogashimaense, Phenoliferia glacialis, Thelebolus globosus, – в почвах под моховой подстилкой; Alternaria viburni, Arthrinium sphaerospermum, Aspergillus sclerotiorum, Cadophora fastigiata, C. finlandica, Cladosporium tenuissimum, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Cylindrocarpon obtusiusculum, Epicoccum nigrum, Exophiala tremulae, Leptosphaeria сoniothyrium, Leucosporidium muscorum, Microascus cinereus, Oedocephalum nicotianae, Ophiocordyceps sinensis, Paecilomyces marquandii, Penicillium canescens, P. fellutanum, P. simplicissimum, Periconia igniaria, Peyronellaea calorpreferens, Rhinocladiella similis, Scopulariopsis murina, Sympodiomycopsis kandeliae – исключительно в бесплодных почвах без мохового/лишайникового покрова. Ascophanus subfuscus, Cladosporium australiense, Debaryomyces hansenii, Phialocephala lagerbergii, Phoma muscivora, Talaromyces flavus, Wardomyces inflatus найдены нами в субаквальных почвах и грунтах. Представители рода Thrichoderma, типичные для биоценозов умеренного пояса, имели низкую численность (≤ 1.2102 КОЕ/г почвы) в изученных субстратах Антарктиды, встречаясь в единичных образцах. Предполагаем, что это связано с занимаемой ими экологической нишей целлюлозолитиков, которых, ввиду отсутствия субстрата, мало в полярных регионах. Таким образом, по приуроченности к тем или иным субстратам можно судить об экологии и функциональном потенциале микромицетов в почвах Антарктиды. С нашей точки зрения, наибольший интерес представляют штаммы из почв без покрова первичных продуцентов, а также эндолитные грибы, обитатели сульфидных солончаков материка и микобиота аквальных биотопов. Эти экосистемы наименее изучены микологами, поэтому здесь вероятно можно обнаружить неожиданные физиологические свойства у грибов, а также выявить новые экологические аспекты аборигенной микобиоты. Судя по спискам видов, в таких экосистемах многие микромицеты обладают протекторными каротиноидами и/или меланинам, а некоторые – мицелиальнодрожжевым диморфизмом при смене различных экологических факторов (Например, при обилии жидкой фазы в окружающей среде с низкими температурами) (Buzzini et al., 2012; Panikov, 2013). Число грибных колониеобразующих единиц (КОЕ) в исследованных почвах Антарктиды невелико – от 0.8102 до 1.2104 КОЕ/г почвы. Максимальная численность культивируемой микобиоты выявлена в образцах горизонтов с моховой подстилкой, под лишайниковым покровом и в оторфованном горизонте одной из «каменных мостовых». Относительно большие значения 77

этого показателя отмечали в глееземах и озерных грунтах (7.8103 КОЕ/г почвы), где основная часть грибов была представлена дрожжами. Минимальное количество КОЕ фиксировали в образцах «каменной мостовой» без органических остатков и реголитах. Согласно нашим данным, наличие мохового-лишайникового покрова служит увеличению только численности, но не видового разнообразия грибов, как обсуждается в работах других исследователей Антарктиды (Del Frate, Caretta, 1990; Tosi et al., 2002; Arenz, Blanchette, 2011; Zhang et al., 2013). Хотя, судя по данным люминесцентной микроскопии, не исключаем возможности, что многие из выделенных грибов бесплодных почв находятся в них в покоящемся состоянии. Рассмотрим распределение численности микромицетов по горизонтам почв различных биотопов. Величина данного показателя в почвах под моховым/лишайниковым покровом составляла до 1.3103 КОЕ/г. В подповерхностном горизонте численность культивируемой микобиоты увеличивалась на порядок. Более глубокие горизонты были беднее (до 7.1102 КОЕ/г почвы), чем верхние. Биотопы без покрова первичных продуцентов («каменные мостовые», солончаки, «безгумусные почвы» и др.) ярче показывали такую закономерность. В их поверхностном слое численность культивируемой микобиты едва доходила до 6.4102 КОЕ/г почвы. Подповерхностный горизонт этих почв был богаче – до 2.6103 КОЕ/г почвы, а глубинные слои – беднее (от 0.8102 до 8.7102 КОЕ/г почвы) культивируемыми микромицетами и дрожжами. Важно отметить явление микролокусности некоторых изолятов, в сочетании с их большой численностью. Например, многие представители рода Mortierella встречены нами лишь в подповерхностных минеральных горизонтах почв под моховыми подстилками, где велика численность этого рода – 6.2103 КОЕ/г почвы; микромицет Leuconeurospora polypaeciloides отмечен в большом количестве (4.0103 КОЕ/г почвы), но исключительно в одном образце мохового очеса из оазиса Ширмахер (ст. Новолазаревская); также микрозонально обнаружена и достигала значительной численности (2.0104 КОЕ/г почвы) дрожжеподобная Glaciozyma watsonii, выявленная лишь в обводненных глеевых горизонтах почвы оазиса Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс). Cadophora fastigiata и Coniothyrium glomeratum детектированы нами лишь в отдельных энодилитах, а Cladosporium chubutense, C. uredinicola, Herpotrichia juniperi – исключительно в одном-двух образцах «каменных мостовых». Oedocephalum nicotianae найден только в сульфидных солончаках оазиса Холмы Тала (ст. Молодежная), а выделен на щелочном агаре (рН=8.5-9). Candida davisiana (дрожжеподобный гриб пока не описанный по морфолологическим и физиологическим критериям, но с известной последовательностью нуклеотидов в регионе ITS рДНК) выделен из моховой подстилки одной из почв оазиса Холмы Тала. Этот вид впервые открыт и зафиксирован лишь в этом районе Антарктиды (Shivaji, Prasad, 2009). Заметим также, что кроме Pseudogymnoascus pannorum, в изученных нами субстратах Антарктиды, типичными и обильными были аскомицеты родов Antarctomyces, Thelebolus и целомицеты из рода Phoma. Известно, что из-за 78

высокой энергозатратности половой процесс у многих грибов экстремально холодных экосистем редуцирован (Sterflinger et al., 2012; Selbmann et al., 2014). Однако, указанные выше микромицеты смогли не только сохранить это качество, но и стать одними из доминантов в Антарктиде. Большинство же видов грибов в полярных регионах, ввиду мутаций, вызванных большими дозами УФ представлено анаморфами и стерильными мицелиями (Maggi et al., 2013). Одной из главных экологических особенностей пула грибов некоторых антарктических почв была олигодоминантность (Власов и др., 2012). То есть увеличенная численность одного, двух или трех видов (табл. 6). Например, в нашем исследовавании, в орнитоземах практически единственными микромицетами были Antarctomyces psychrotrophicus и Thelebolus microsporus, в некоторых почвах с моховым или лишайниковым покровом – Phoma herbarum. В глееземах и грунтах со дна озер отмечали большую численность дрожжей (Candida davisiana, Filobasidium wieringae, Glaciozyma watsonii, Hannaella luteola, Goffeauzyma gilvescens, Leucosporidium muscorum, Rhodotorula mucilaginosa, Vishniacozyma victoriae) и низкое обилие мицелиальных грибов. Жесткие абиотические факторы лимитируют рост большинства микроорганизмов в Антарктиде, поэтому развиваться в таких условиях могут только самые приспособленные, часто узкоспециализированные микромицеты и дрожжи (Cox et al., 2016). Значительная часть изолятов, обнаруженных в ходе данной работы, выделена при +5С, меньше – при +25С. В посевах с низкотемпературными условиями преобладали специфические и, по-видимому, аборигенные изоляты родов: Antarctomyces, Cadophora, Cladosporium, Cryptococcus, Exophiala, Hyphozyma, Goffeauzyma, Leucosporidium, Mortierella, Mrakia, Phialocephala, Phoma, Thelebolus, Umbelopsis, часто отмечаемые авторами (Tosi et al., 2002; Onofri et al., 2004; Ruisi et al., 2007; Shivaji, Prasad, 2009; Arenz, Blanchette, 2011; Hassan et al., 2016; Martinez et al., 2016) в антарктических субстратах. Эти микромицеты – психротолеранты или психрофилы. При +25С из тех же образцов культивировались, преимущественно, другие роды – Penicillium и Aspergillus. Вероятно, это представители антропогенно занесенных штаммов, не способные к росту при низких температурах на материке. В первую очередь такое предположение касается микромицетов рода Aspergillus, которые, по сведениям многих исследователей, не только являются типичными обитателями антропогенных экосистем, но и условно патогенными для человека, а значит термотолерантными (Власов и др., 2012; Ivanova, Marfenina, 2015). Часты сообщения о выделении этого рода грибов из почв жаркого, а не холодного климата (Ivanova, Marfenina, 2015). Некоторые представители рода Penicillium вырастали в посевах и при +5С. В основном они относились к секциям Fasciculata и Asymmetrica. Для большинства выделенных штаммов отмечен мицелиально-дрожжевой диморфизм. Поэтому мы, как и некоторые исследователи (Buzzini et al., 2012; Cowan, 2014; Martinez et al., 2016), полагаем, что дрожжи занимают важное экологическую нишу в антарктических экосистемах. По-видимому, диморфизм 79

дает много преимуществ грибам экстремально холодных экосистем (Panikov, 2013; Boyce, Andrianopoulos, 2015). Большинство выделенных нами из антарктических субстратов штаммов дрожжей, также как у коллег (Martinez et al., 2016), являлись психротолерантами или психрофилами. В то же время, для мицелиальных грибов процент психрофильных штаммов значительно ниже, как по нашим результатам, так и работам других авторов (Кочкина и др., 2012; Cowan, 2014). Из этих фактов следует, что по крайней мере культивируемые дрожжи лучше приспособлены к низким температурам, особенно в обводненных средах, чем мицелиальные грибы. Также есть предположение, что форма клетки дрожжей (в большинстве случаев округлая) обеспечивает оптимальное соотношение объема и поверхности, которое позволяет наиболее успешно переносить стрессовые внешние воздействия (Panikov, 2013; Martinez et al., 2016). В ходе исследования нами был отмечен значительный полиморфизм многих штаммов. Так, Oedocephalum nicotianae и Polypaecilum botryoides меняли форму органов спороношения, размер и конфигурацию конидий; Exophiala tremulae росла только в виде стерильного мицелия, не давая дрожжевых клеток (какие должна производить, судя по литературным данным) даже на богатых средах (ГПД, сусло-агар); один и тот же штамм Pseudogymnoascus pannorum продуцировал различные по цвету пигменты и давал обильные синнемы; Thelebolus spp. на богатых средах формировали дрожжеподобный мицелий; У родов Aspergillus, Emericella и Eurotium отмечали спиральный рост мицелия, неправильное развитие некоторых конидиогенных структур; у стерильных мицелиев периодически выявляли кольцеобразные завивы гиф в толще агара. По-видимому, такие проявления антарктических штаммов связаны с их мутациями, вызванными длительным пребыванием в условиях повышенного уровня УФ и других излучений, а также действием чрезвычайно низких температур. Это предположение согласуется с мнением некоторых авторов, полагающих, что эволюция в Антарктиде идет совершенно особенным путем (Vincent, 2000; Onofri et al., 2007). Некоторые из выделенных нами видов (Polypaecilum botryoides, Cadophora novi-eboraci, Simplicillium aogashimaense, Exophiala tremulae) были зафиксированы в мире лишь однажды, а Candida davisiana описана только по молекулярным, но не морфологическим и физиологческим характеристикам. Итак, из почв и грунтов Антарктиды выделено 153 вида микромицетов и дрожжей. Отдел Basidiomycota представлен исключительно дрожжами (кроме аскомицетного вида Debariomyces hansenii). Большая часть выделенных изолятов – анаморфы. Наибольшим видовым разнообразием характеризовались роды: Penicillium (27 видов), Phoma (11 видов) Cladosporium (9 видов), Cadophora (8 видов). Также было выявлено много (27) изолятов неспороносящих грибов (стерильных мицелиев). В каждом образце антарктических почв обнаружено от 2 до 9 видов грибов. Максимальным разнообразием характеризовались биотопы без мохово/лишайникового покрова – «каменные мостовые», «безгумусные почвы», реголиты, пустоши, солончаки и т.п. Во влажных биотопах с развитыми моховыми подстилками преобладали каротинсодержащие виды – Phoma, Thelebolus, а из дрожжей – Rhodotorula. В 80

сухих каменистых биотопах без мхов и лишайников доминировали меланизированные формы – Cladosporium, Cadophora, Alternaria, Epicoccum, Exophiala. Биотопы с достаточным увлажнением и обилием мхов содержали много дрожжеподобных мицелиев Antarctomyces, Hyphozyma, Geotrichum и Thelebolus, также значительной численности тут достигал род Phoma. Род Penicillium был широко распространен во всех субстратах, но не являлся при этом доминантом. Отдельные роды или виды были приурочены к тем или иным оазисам. Выделенные и определенные по секвенированию ITS участка рДНК 15 видов микромицетов, ранее не встречались в антарктических субстратах. Численность культивируемой микобиоты в почвах Антарктиды колеблется от 0.8102 до 1.2104 КОЕ/г почвы. Наибольшее количество КОЕ выявлено в моховых долинах и субаквальных биотопах, где много дрожжей. Наименьшее – в биотопах без покрова первичных продуцентов. Отмечено, что максимальная численность микромицетов и дрожжей, вне зависимости от биотопа, находится в подповерхностных горизонтах. В отдельных локусах микобиоты особенно много, но преобладал один или два-три рода (обычно Antarctomyces, Phoma или Thelebolus). Значительная часть изолятов таких родов, как Antarctomyces, Cadophora, Cladosporium, Cryptococcus, Hyphozyma, Goffeauzyma, Leucosporidium, Mortierella, Mrakia, Phialocephala, Phoma, Thelebolus, Umbelopsis, являлась психротолерантами или психрофилами, поскольку выделена при +5С. Для многих из них отмечали мицелиально-дрожжевой диморфизм. 3.5. Метаболические характеристики антарктических штаммов микромицетов 3.5.1. Антимикробная активность микромицетов Антарктиды Микроорганизмы, живущие в уникальной обстановке в экстремальных условиях представляют собой резервуар новых биологически активных молекул для разработки новых препаратов (Brunati et al., 2009; Bratchkova, Ivanova, 2011; Pudasaini et al., 2017). Разнообразие биологически активных соединений грибов Антарктиды пока слабо изучено, но в последние годы все больше информации появляется об их антимикробном потенциале и способности синтезировать антибиотики. В связи с этим была проведена оценка антимикрнобной активности 40 антарктических штаммов типичных для Антарктиды видов микромицетов в отношении условно-патогенных грибов и бактерий. Антибактериальная активность у микромицетов разной таксономической принадлежности существенно различалась. Из 40 протестированных штаммов антибактерильное действие в отношении тест-культуры B. subtilis ATCC 6633 показали 22 штамма (75%) (рис. 12, табл. 12). Высокая антибактериальная активность (диаметр зоны ингибирования d > 20 мм) выявлена только у Penicillium janczewskii 165, P. roseopurpureum 169, Paecilomyces marquandii 166, и Thelebolus ellipsoideus 210. Данных об антибиотиках, продуцируемых штаммами вида P. roseopurpureum немного. Для этого вида сравнительно недавно описаны розеопурпурины А-H из класса поликетидов, обладающие 81

активностью в отношении грамположительных бактерий (Shang et al., 2016). Для вида T. ellipsoideus впервые отмечена антимикробная активность. Часть микромицетов проявляло умеренную активность (d=15-20 мм): Ascochyta pisi 192, Botrytis cinerea 174, Cladosporium tenuissimum 184, Clonostachys rosea 138, Epicoccum nigrum 177, Phoma leveillei 161, Lecanicillium fungicola 221, Microascus cinereus 181, Microsphaeropsis olivacea 180, Penicillium simplicissimum 130, Phialocephala lagerbergii 190, Phoma leveillei 129, Phoma violacea 214 и Thelebolus microsporus 202. Среди них были отмечали штаммы типичных для Антарктиды видов – Phoma leveillei, P. violacea 214 и T. microsporus. Рис. 12. Бактерицидная активность антарктических штаммов микромицетов к B. subtilis ATCC 6633. Согласно литературным данным, для штаммов этих видов уже описан ряд антибиотиков, обладающих антибактериальным действием. Так, у штаммов вида Epicoccum nigrum в качестве антимикробных соединений с антибактериальной активностью описаны флавипин (Fávaro et al., 2012), эпиколактон и эпикокколиды А и В, ингибирующие рост Staphylococcus aureus были выделены из почвенного изолята этого вида (Nisa et al., 2015). Баверицин, полученный из эндофитного штамма, изолированного из Entada abyssinica показал высокую активность Bacillus cereus и Salmonella typhimurium с соответствующими значениями MIC 3,12 и 6,25 мкг/мл (Dzoyem et al., 2017). Вероятно, поиск продуцентов антибактериальных веществ действительно стоит проводить в первую очередь среди изолятов этих видов, в том числе выделенных из полярных регионов (Gonçalves et el., 2015). Не проявили антибиотической активности штаммы редких для Антарктиды видов (Ruisi et al., 2007): Arthrinium sphaerospermum 136, Eurotium niveoglaucum 117, Periconia igniaria 134, Talaromyces flavus 170. 82

Наибольшая доля активных штаммов (58%) выделена из окрестностей оазисов Холма Ларсеманна (ст. Прогресс) и Холмы Тала (ст. Молодежная) – примерно по 29% для каждой. Эти районы отбора образцов характеризуются наиболее суровыми климатическими условиями, что могло сыграть роль в продуцировании антибиотических веществ штаммами (Gonçalves et el., 2015). Наиболее активные в подавлении B. subtilis ATCC 6633 штаммы микромицетов выделены из богатых органикой и влагой биотопов моховых и лишайниковых долин, в то время как минимальной активностью обладали штаммы из бесплодных «каменных мостовых», сульфидных солончаков и озерных грунтов. Антифунгальное действие в отношении A. niger INA 0076 выявлено для 42% исследуемых антарктических штаммов микромицетов (рис. 13, табл. 12). Высокой антимикотической активностью (d=27 мм) обладал только Botrytis cinerea 174, выделенный из биотопа под моховым покровом. Умеренную активность (d=15-20 мм) проявили 8 протестированных штаммов: Ascochyta pisi 192, Clonostachys rosea 138, Epicoccum nigrum 177, Microascus cinereus 181, Microsphaeropsis olivacea 180, Phialocephala lagerbergii 190, Phoma violacea 214, Talaromyces flavus 170. Лишь Paecilomyces marquandii 166 слабо (d=10-15 мм) ингибировал A. niger INA 0076. Неактивных культур (в том числе характерных для Антарктиды Phoma leveillei 129 и Thelebolus ellipsoideus 210) было значительно больше – 58%. Таким образом, показано, что антарктические штаммы разных видов микромицетов проявляют, преимущественно, антибактериальную, а не антигрибную активность. Низкой антагонистической активности (d=1-9 мм) не выявлено ни у одного из тестируемых изолятов. Рис. 13. Фунгицидная активность антарктических штаммов микромицетов к A. niger INA 00760. Высокая антимикотическая активность Botrytis cinerea – характерное явление для представителей этого рода (Collado et al., 2007). Он редок в различных субстратах Антарктиды (Arenz, Blanchette, 2011; Ruisi et al., 2007) и, по83

видимому, является инвазивным для материка. Умеренная антимикотическая активность проявлена видами, отмечаемыми исследователями в Антарктиде (Власов и др., 2006; Ruisi et al., 2007; Arenz, Blanchette, 2011). Часто встречаюиеся в Антарктиде Phoma leveillei 129 и Thelebolus ellipsoideus 210 не подавляли рост A. niger INA 00760. Наибольшая доля активных в отношении A. niger INA 00760 штаммов (26%) выявлена из почв оазиса Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс). Единственный штамм с высокой бактерицидной активностью к B. subtilis ATCC 6633. (P. roseopurpureum 169) выделен из субстратов оазиса Холмы Тала (ст. Молодежная), где среднегодовые температуры одни из самых низких среди антарктических оазисов. Более трети протестированных антарктических штаммов микромицетов (9 из 24, или 38%) ингибировали рост как B. subtilis ATCC 6633, так и A. niger INA 00760 (табл. 12). Эти микромицеты, преимущественно, имели умеренную бактерицидную и фунгицидную активности. Все представители данной группы являются эвритопами. Экстремальные абиотические факторы природной среды обитания могут стимулировать антибиотическую активность (Gesheva, 2010). Поэтому полярные экосистемы весьма интересны для исследователей, занимающихся поиском продуцентов новых и эффективных антибиотиков (Gonçalves et el., 2015). Четыре штамма микромицетов, выделенных нами из Антарктиды (Arthrinium sphaerospermum 136, Eurotium niveoglaucum 117, Exophiala tremulae 126 и Periconia igniaria 134), не ингибировали рост ни B. subtilis ATCC 6633, ни A. niger INA 00760. Эти микромицеты, несмотря на многочисленные пересевы, выделялись исключительно в виде стерильных мицелиев и не формировали органов спороношения и не продуцировали антибиотиков. Это согласуется с известным наблюдением, что синтезу антибиотиков у грибов, как правило, предшествует стадия интенсивного конидиогенеза. Так, аспорогенный мутантный штамм Т. harzianum переставал синтезировать комплекс пептаиболов в сравнении с исходным «диким» изолятом (Kubicek et al., 2007). Таблица 12. Антагонистическая активность антарктических штаммов микромицетов по отношению к B. subtilis ATCC 6633и A. niger INA 00760. Номер штамма, вид гриба Диаметр зоны Диаметр зоны ингибирования ингибирования роста A. niger INA роста B. subtilis 00760, мм ATCC , мм Arthrinium sphaerospermum 136 0 0 Ascochyta pisi 192 15 17 Aspergillus sclerotiorum 137 0 Botrytis cinerea 174 27 16 Cladosporium tenuissimum 184 0 15 Clonostachys rosea 138 15 17 Epicoccum nigrum 177 20 18 Eurotium niveoglaucum 117 0 0 Exophiala tremulae 126 0 Lecanicillium fungicola 121 0 16 Microascus cinereus 181 17 19 84

Microsphaeropsis olivacea 180 Paecilomyces marquandii 166 Penicillium janczewskii 165 Penicillium roseopurpureum 169 Penicillium simplicissimum 130 Periconia igniaria 134 Phialocephala lagerbergii 190 Phoma leveillei 129 Phoma violacea 214 Sarocladium kiliense 207 Talaromyces flavus 170 Thelebolus ellipsoideus 210 Thelebolus microsporus 202 «-» – не определяли. 15 13 0 0 0 0 18 0 18 0 16 0 0 16 23 22 25 16 0 16 19 17 14 0 23 17 Ранее не было известно, толерантны ли аборигенные штаммы бактерий к антибиотикам, продуцируемым антарктическими штаммами микромицетов. В ходе нашей работы эти данные получены для 13 изолятов по отношению к бактериальным штаммам из почв Антарктиды (рис. 14, табл. 13). Выбранные штаммы отобраны по следующему принципу: характерные для Антарктиды виды – Antarctomyces psychrotrophicus 204, Exophiala tremulae 126, Phoma leveillei 161; редкие для материка виды – Eurotium niveoglaucum 117, Talaromyces flavus 170 известные как фитопатогены – Ascochyta pisi 192, Coniothyrium glomeratum 127; известные как продуценты антибиотиков – Aspergillus sclerotiorum 137, Lecanicillium fungicola 121, Paecilomyces marquandii 166, Penicillium chrysogenum 162, Penicillium roseopurpureum 169, Sarocladium kiliense 207. Большинство (10 из 13, или 77%) протестированных изолятов проявили активность по отношению к бактериям из почв Антарктиды. Выявлено ингибирование роста только грамположительных бактерий и актиномицетов. Штаммы E. niveoglaucum 117, P. marquandii 166, T. flavus 170 не подавляли рост ни одного из антарктических штаммов бактерий. Интересно отметить, что тот же штамм P. marquandii 166 ингибировал развитие B. subtilis ATCC 6633. 85

Рис. 14. Антагонистическая активность штаммов микромицетов по отношению к штаммам грамположительных бактерий по методу агаровых блоков. Все микромицеты проявили низкую или умеренную антагонистическую активность в отношении данных тест-культур. Максимальный анатагонизм проявлял штамм эвритопного вида S. kiliense 207 и доминантного вида многих субстратов Антарктиды – A. psychrotrophicus 204. Эти штаммы были выделены из богатого органикой и моховым покровом биотопа. Ранее было проведено только одно исследование антибиотической активности для A. psychrotrophicus, по отношению к Escherichia coli (Abneuf et al., 2016). Активность большинства прочих штаммов оказалась невысокой (рис. 14). Штаммы редких для Антарктиды видов E. niveoglaucum 117, P. marquandii 166, T. flavus 170 были неактивны. Отметим, что в большей степени антарктические штаммы микромицетов подавляли рост актиномицетов, чем остальных грамположительных бактерий (рис. 14). Так, S. kiliense 207 имел слабую антибиотическую активность к Arthrobacter sp. и Bacillus megaterium, но умеренный диаметр зоны ингибирования для обоих видов Streptomyces. Известно, что доля 86

актинобактерий (в том числе и актиномицетов) в субстратах Антарктиды мала (Babalola et al., 2009; Pearce et al., 2012). Некоторые тестируемые микромицеты не ингибировали рост отдельных штаммов грамположительных бактерий, выделенных из субстратов Антарктиды. Например, A. psychrotrophicus 204 и P. chrysogenum 162 не подавлял развитие Bacillus sp.; A. pisi 192, A. sclerotiorum 137, L. fungicola 121 – Arthrobacter sp. и Bacillus sp.; а P. roseopurpureum 169 – Arthrobacter sp. Для штаммов с высокой степенью антагонизма по методу блоков, проводили экстракцию продуцируемых антибиотических веществ органическими растворителями (этилацетатом и бутанолом) из КЖ штаммов, выращенных на жидкой среде ГПД. Полученные экстракты раскапывали в агаровые лунки для оценки бактерицидной активности на антарктические штаммы. Экстракты подавляли рост бактерий в меньшей степени, чем блоки чистых культур. Полагаем, что компоненты данной среды не способствовали активному синтезу антибиотиков. Антагонизм экстрактов КЖ микромицетов проявлялся исключительно к грамположительным бактериям и актиномицетам, что отражено в таблице 13. Только экстракт E. niveoglaucum 117 слабо ингибировал (d=2 мм) штамм грамотрицательной бактерии Brevundimonas sp.11.1.4 2Н. Странным показалось то, что экстракты КЖ E. tremulae 126 и L. fungicola 121, в отличии от агаровых блоков, не подавляли развитие грамположительных бактерий и актиномицетов. Однако, бактерицидные свойства (d=2 мм) к обоим видам Streptomyces выявлены у P. marquandii 166, антагонизм которого в блоках не обнаружен. Таблица 13. Антагонистическая активность исследованных штаммов грибов против антарктических штаммов бактерий. Антарктическ Arthrobacter Bacillus Streptomyces cf. Streptomyces cf. ий штамм Bacillus sp. sp. megaterium tanashiensis roseoviolascens бактерии Антарктическ ий штамм блоки лунки блоки лунки блоки лунки блоки лунки блоки лунки микромицета Antarctomyces psychrotrophic 13 0 12 0 13 0 15 0 0 0 us 204 Ascochyta pisi 0 0 6 0 7 0 5 0 6 0 192 Aspergillus sclerotiorum 0 0 3 0 6 0 9 0 0 0 137 Coniothyrium glomeratum 4 1 6 1 7 1 7 2 6 0 127 Eurotium niveoglaucum 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 117 Exophiala 8 0 7 0 9 0 7 0 6 0 tremulae 126 Lecanicillium 4 0 0 1 0 0 0 0 0 0 87

fungicola 121 Paecilomyces marquandii 166 Penicillium chrysogenum 162 Penicillium roseopurpureu m 169 Phoma leveillei 161 Sarocladium kiliense 207 Talaromyces flavus 170 0 0 0 0 0 2 0 2 0 0 2 0 3 0 7 0 7 0 0 0 0 0 6 0 7 0 5 0 4 0 3 0 3 0 6 0 7 0 0 0 9 0 2 0 11 0 11 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Наибольший интерес в плане изучения антагонизма вызывают типичные для Антарктиды виды. Среди них мы выбрали штаммы №204 и 218 видов Antarctomyces psychrotrophicus и Hyphozyma variabilis, соответственно. Тестирование этих изолятов на синтез у них антибиотиков проверяли, применяя для культивации жидкие среды ЧА и ГПД, используя в качестве тесткультур B. subtilis ATCC 6633 и A. niger INA 00760. Ингибировать рост тестштаммов пробовали как КЖ, так и экстрактом этилацетата из КЖ A. psychrotrophicus 204 и H. variabilis 218. Изучаемые микромицеты проявили максимальную среди обнаруженных в КЖ всех исследовании антарктических штаммов микромицетов (d=23-24 мм) зону ингибирования в отношении B. subtilis ATCC 6633 (рис. 15), однако не подавляли A. niger INA 00760. Большее ингибирование бактерий A. psychrotrophicus 204 давал на богатой питательными веществами среде ГПД, а H. variabilis 218 – на минеральной среде ЧА. Антибиотические вещества не извлекались этилацетатом, при этом активность сохранялась в постэкстракционном остатке и присутсвовала в КЖ у A. psychrotrophicus 204 и H. variabilis 218 на B. subtilis ATCC 6633 при культивировании на обеих средах. Известно, что этилацетат может извлечь из КЖ только гидрофобные антибиотики (Мачавариани, Терехова, 2014). Очевидно, A. psychrotrophicus 204 и H. variabilis 218 продуцируют, преимущественно, водорастворимые активные соединения. Эти типичные для полярных биотопов виды микромицетов обычно выделяют из аквальных или покрытых мхами биотопов Антарктиды (De Hoog et al., 2004; Gonçalves et al., 2012) (табл. 3). В этих экосистемах из-за обилия водной фазы и легкодоступных органических веществ могут доминировать прокариоты, поэтому антарктическим стенотопным микромицетам приходится ингибировать их рост бактерицидными антибиотиками. Исследователи часто отмечают обнаружение штаммов микромицетов активных продуцентов антибиотиков в аквальных биотопах (Kümmerer, 2009). Возможно, гидрофильные антибиотические вещества эффективнее в водной среде, чем органорастворимые за счет способности с ней смешиваться. 88

Рис 15. Антибиотическая активность штаммов Antarctomyces psychrotrophicus 204 и Hyphozyma variabilis 218 по отношению к B. subtilis ATCC 6633. Цифрами обозначены: 1 – культивация штамма на среде ЧА; 2 – культивация штамма на среде ГПД. Итак, подавление роста B. subtilis проявили 75% исследуемых штаммов антарктических микромицетов. Большинство (71%) из них обладало бактерицидной активностью. Антибактериальная активность не выявлена у штаммов видов редко или никогда не отмеченных микологами в субстратах Антарктиды. Антифунгальная активность в отношении A. niger INA 00760 обнаружена у 42% исследованных штаммов. 38% от общего числа проанализированных изолятов показали умеренную антибиотическую активность, а 58% – не подавляли рост A. niger INA 00760. Высокой бактерицидной и фунгицидной активностью обладала меньшая часть (4%) от всех штаммов, подвергшихся скринингу. Большая часть активных изолятов выделена из богатых органическими веществами субстратов оазиса Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс) с наиболее суровыми климатическими условиями, по сравнению с другими местами отбора антарктических почв. Более трети (38%) проанализированных антарктических штаммов микромицетов ингибировали рост как B. subtilis ATCC 6633, так и A. niger INA 00760. Три тестируемых штамма микромицетов, выделенные в виде стерильных мицелиев, не подавляли роста коллекционных тест-культур. Почти 77% тестируемых антарктических микромицетов подавляло рост грамположительных бактерий и актиномицетов, выделенных из субстратов Антарктиды. Большее ингибирование роста антарктических штаммов бактерий фиксировали от блоков чистых культур, чем от экстрактов этилацетатом КЖ. Характерные антарктические виды A. psychrotrophicus и H. variabilis, представленных штаммами №204 и 218, имели, преимущественно, редкие в природе гидрофильные антибиотические вещества, которые в значительной 89

степени (d=23-24мм) подавляли B. subtilis ATCC 6633, но совсем не ингибировали A. niger INA 00760. 3.5.2. Ферментативная активность Оценена активность гидролаз, у 9 антарктических штаммов микромицетов (Antarctomyces psychrotrophicus 204, Ascochyta pisi 192, Coniothyrium glomeratum 127, Hyphozyma variabilis 218, Penicillium roseopurpureum 169, Phoma leveillei 161, P. violacea 214, Thelebolus ellipsoideus 210, T. microsporus 202). Такой выбор видов, по сравнению с теми, которые были проанализированы на антимикробную активность, обусловлен следующими причинами. Часть видов (A. psychrotrophicus, H. variabilis, P. leveillei, P. violacea, T. ellipsoideus, T. microsporus) типична для антарктических субстратов (Власов и др., 2006; Ruisi et al., 2007; Arenz, Blanchette, 2011). Другие – A. pisi, C. glomeratum, P. roseopurpureum 169 – эвритопы. Кроме того, судя по литературным данным (Krishnan et al., 2011; Loperena et al., 2012), все виды, у которых оценивалась активность ферментов в данной работе, обладают хотя бы небольшой целлюлолитической активностью, что важно для наших исследований. Виды же микромицетов, протестированные только на антагонизм по отношению к бактериям или грибам (Aspergillus sclerotiorum 137, Eurotium niveoglaucum 117, Exophiala tremulae 126, Lecanicillium fungicola 121, Paecilomyces marquandii 166, Penicillium chrysogenum 162, Sarocladium kiliense 207, Talaromyces flavus 170), либо редко выделялись исследователями из субстратов Антарктиды, либо не способны к разложению как целлюлозы, так и лигнина. Интенсивность работы наиболее распространенных гидролаз – эстераз, по которым можно оценить общую активность культур (Krishnan et al., 2011), была изучена на примере разложения микромицетами флуорисцеина диацетата (ФДА). Все штаммы, росшие на среде ГПД, показали более высокие результаты активности этого фермента, чем при культивации на среде ЧА (рис. 16). Наибольшая эстеразная активность (51 нмоль ФДА/г мицелиячас) обнаружена у штамма типичного антарктического вида H. variabilis 218. У этой же культуры отмечена максимальная разница (на порядок) между значениями, полученными при культивации на двух используемых средах. ГПД богаче разнообразными субстратами для гидролаз (пептоном, водорастворимыми фракциями свободных пептидов и аминокислот, глюкозой), чем среда ЧА с единственным органическим субстратом – сахарозой. Поэтому отмечали столь существенную разницу в полученных результатах. Штамм характерного для Антарктиды вида – T. ellipsoideus 210 на среде ГПД также проявил высокую активность эстераз (29 нмоль ФДА/г мицелиячас). Штаммы C. glomeratum 127 и T. microsporus 202 показали наименьшие различия (сопоставимые с погрешностями) в выходных данных при культивировании на обоих средах. По всей видимости, эти микромицеты могут более полно усваивать даже относительно бедный субстрат. Особенно это актуально для психротолерантного штамма №202, типичного для Антарктиды (De Hoog et al., 90

2004), и, вероятно, часто развивающегося даже в обедненных питательными веществами условиях. Рис. 16. Активность экстераз антарктическими штаммами микромицетов, культивируемых на средах Чапека и ГПД. Активность целлюлаз, одних из важнейших, с точки зрения эколога, ферментов (Fenice et al., 1997), исследована для 6 антарктических штаммов (Antarctomyces psychrotrophicus 204, Ascochyta pisi 192, Leptosphaeria coniothyrium 163, Paecilomyces marquandii 166, Phoma violacea 214, Thelebolus microsporus 202), культивируемых при различных условиях (температурах и средах). Нашей целью было сравнение способности разложение целлюлозы штаммами в эксперименте, моделирующим микроклимат холодных (биотоп с моховым покровом; моделируемая температура +5°C) и теплых (биотоп без мохового/лишайникового покрова; моделируемая температура +25°C), богатых (биотоп – моховая долина; аналог – среда ГПД) и бедных (биотоп – пустошь; аналог – среда Чапека) органикой, антарктических биотопов. Максимальные значения целлюлолитической активности отмечены у A. pisi 192 – до 89 мкмоль глюкозы/мг сухого вещества (табл. 14). В два раза меньшие показатели – у P. violacea 214 и A. psychrotrophicus 204 (до 42 мкмоль глюкозы/мг сухого вещества). Относительно высокую активность проявил штамм T. microsporus 202 – до 24 мкмоль глюкозы/мг сухого вещества. Целлюлолитическая активность других микромицетов мала (≤ 12 мкмоль глюкозы/мг сухого вещества). Большие результаты по этому показателю фиксировали для вариантов с используемой средой ГПД, а не Чапека. Так, A. psychrotrophicus 204, культивируемый на последней из указанных сред, практически не разлагал КМЦ. Интенсивность деградации этого субстрата 91

была выше при низкой (+5°C) температуре, чем при высокой (+25°C) для всех тестируемых штаммов, кроме T. microsporus 202, где она оказалась примерно равной в обоих температурных условиях. Имеются данные о более полном усвоении субстрата микроорганизмами при низких температурах (Maggi et al., 2013). Кроме того, исследуемые изоляты были выделены из антарктических биотопов, что, вероятно, снизило температурные оптимумы работы ферментов. Рост T. microsporus 202 при обоих температурах был очень мал. Это, очевидно, могло отразится и на результатах целлюлолитической активности. Таким образом, также как и другим авторам (Кирцидели и др., 2010), нам удалось выявить следующую закономерность. Для одной и той же культуры активность целлюлаз могла быть высокой или низкой в зависимости от конкретных параметров. Таблица 14. Активность по гидролизу КМЦ культур антарктических штаммов микромицетов. Целлюлолитическая Масса активность при +37°C сухого Вид/штамм гриба t, °C Среда за 1 ч, мкмоль глюкозы вещества на 1 мг сухого мицелия, г вещества Чапек 0.073 1±1 +5 Antarctomyces psychrotrophicus 0.025 41±3 204 ГПД +20 0.084 12±1 +5 0.011 89±10 Ascochyta pisi 192 ГПД +20 0.117 7±1 ГПД 0.305 3±1 Leptosphaeria сoniothyrium 163 +20 Чапек 0.087 8±1 Paecilomyces marquandii 166 +20 Чапек 0.072 3±1 +5 0.022 42±3 Phoma violacea 214 ГПД +20 0.385 2±1 +5 0.045 24±2 Thelebolus microsporus 202 ГПД +20 0.053 23±2 Оценка активности внеклеточных лакказ, фенолоксидаз и пероксидаз среди 10 антарктических штаммов (Antarctomyces psychrotrophicus 204, Ascochyta pisi 192, Coniothyrium glomeratum 127, Hyphozyma variabilis 218, Penicillium roseopurpureum 169, Phoma leveillei 161, P. violacea 214, Talaromyces flavus 170, Thelebolus ellipsoideus 210, T. microsporus 202) показала, что ни у одной из проверенных культур этих ферментов не обнаружено. В Антарктиде практически полностью отсутствуют сосудистые и древесные растения. Видимо, поэтому большинство аборигенных штаммов не способно разлагать лигнин (Кирцидели и др., 2010) и проявляет низкую целлюлозолитическую активность. Итак, штаммы микромицетов Антарктиды обладают достаточно высокой гидролазной активностью. Максимальная эстеразная активность выявлена у штаммов типичных видов полярных широт – H. variabilis 218 (51 нмоль ФДА/г мицелиячас) и T. ellipsoideus 210 (29 нмоль ФДА/г мицелиячас). Целлюлолитическая активность штаммов видов, характерных для Антарктиды 92

– A. psychrotrophicus, T. microsporus и P. violacea была ниже (от 24-40 мкмоль глюкозы/г), чем у культур эвритопных видов (до 89 мкмоль глюкозы/г), таких как A. pisi. Активность целлюлаз у всех изолятов при +5°С выше, чем при +25°С. Ни у одного из тестируемых антарктических штаммов не выявлена лакказная и фенолоксидазная активность. 3.5.3. Физиологические характеристики антарктических штаммов микроскопических грибов. Установлены ростовые показатели для 7 штаммов типичных антарктических видов микромицетов (Antarctomyces psychrotrophicus 204, Hyphozyma variabilis 218, Thelebolus ellipsoideus 210, T. globosus 212, T. microsporus 125, T. microsporus 202, T. microsporus 209) при различных температурах культивации и составах средах (табл. 15). Таблица 15. Рост типичных для Антарктиды культур при разных условиях. культура Thelebolus microsporus 125 Thelebolus microsporus 202 Температур а инкубации, °С +25 +20 +5 +25 +20 0 8 8 1 26 Диаметр колонии 14 сутки, мм 0 35 30 1 35 Диаметр колонии 21 сутки, мм 0 42 35 1 39 2 8 36 45 0 1 1 0 1 0 1 1 0 4 11 0 18 1 2 16 0 27 28 0 33 2 2 21 0 31 33 0 38 2 2 27 +5 2 9 28 37 +25 +20 0 1 12 13 35 37 40 41 +5 2 11 39 44 +25 +20 1 1 1 14 3 26 2 31 +5 2 13 22 27 +25 +20 0 1 1 11 0 23 0 27 1 7 15 19 0 1 2 0 1 1 16 11 0 9 2 29 30 0 32 1 38 40 0 40 Среда ЧА* ГПД +5 +25 +20 +5 +25 +20 +5 +25 +20 КДА ГА ЧА ГПД Диаметр колонии на 3 сутки, мм Диаметр колонии на 7 сутки, мм 0 1 2 1 1 КДА ГА +5 Thelebolus ellipsoideus 210 +25 +20 +5 +25 +20 ЧА ГПД 93 Примечания спороношение гифы в синнемах спороношение обильно спороносит гифы в синнемах завитки, синнемы, толстые гифы, параллельный рост гиф спороношение завитки, спороношение спороношение -

+5 1 8 38 47 +25 +20 0 1 0 12 0 32 0 34 +5 0 10 26 30 +25 1 2 0 0 +20 1 13 33 45 +5 0 2 7 11 +25 +20 1 2 1 5 0 29 0 35 +5 2 9 32 40 +25 +20 1 1 1 12 0 34 0 39 1 14 38 47 0 1 2 0 1 2 1 1 2 0 1 1 0 1 1 0 15 17 1 13 7 2 11 8 1 6 9 0 21 10 0 27 31 1 23 15 1 36 22 0 26 31 0 42 23 0 29 36 0 25 18 1 42 29 0 32 47 0 57 29 0 0 0 0 1 22 42 49 КДА ГА ЧА Thelebolus globosus 212 ГПД +5 Thelebolus microsporus 209 +25 +20 +5 +25 +20 +5 +25 +20 +5 +25 +20 +5 +25 +20 +5 +25 +20 КДА ГА ЧА ГПД КДА ГА 94 некоторые гифы завиваются в кольца , синнемы, толстые гифы, параллельный рост гиф некоторые гифы завиваются в кольца , синнемы, толстые гифы, параллельный рост гиф частое септирование гиф Тонкий мицелий, спороношение, завитки некоторые гифы завиваются в кольца, много вакуолей с липидами гифы в синнемах спороношение слабое спороношение, некоторые гифы завиваются в кольца , синнемы, параллельный рост гиф -

+5 0 4 8 13 +25 0 0 0 0 +20 1 12 36 40 +5 2 4 29 33 +25 +20 0 1 0 9 1 35 0 +5 3 13 42 55 +25 +20 0 1 0 32 0 48 0 51 +5 3 13 28 35 +25 +20 1 2 1 17 0 45 0 50 +5 2 2 10 14 +25 +20 0 0 1 6 0 24 0 35 1 9 24 31 0 1 1 0 0 0 9 12 0 14 0 27 31 0 25 0 34 37 0 28 +5 1 11 20 25 +25 +20 1 1 1 10 0 13 0 17 0 6 18 24 ЧА Antactomyces psychrotrophicus 204 ГПД КДА ГА ЧА +5 Hyphozyma variabilis 218 +25 +20 +5 +25 +20 ГПД КДА ГА +5 тонкий мицелий, много гиф завивающихся в кольца обильное спороношение много вакуолей с липидами обильное спороношение спороношение обильное спороношение некоторые гифы завиваются в кольца, толстый мицелий, синнемы, параллельный рост гиф толстые гифы (до 5 мкм), параллельный рост гиф некоторые гифы завиваются в кольца, спороношение *Примечание: ЧА – среда Чапека, ГПД – глюкозо-пептонно дрожжевой агар, КДА – картофельно- декстрозный агар, ГА – голодный агар. В ходе эксперимента оказалось, что все протестированные штаммы не способны к росту при +25°С, то есть являются психротолерантами (Maggi et al., 2013). Изученные штаммы можно разделить на две группы. Первая (T. microsporus 125, T. microsporus 202, T. ellipsoideus 210, T. globosus 212, H. variabilis 218) имеет температурный оптимум +5С, и дает максимальный рост на ГПД. Вторая группа (c единственным представителем – A. psychrotrophicus 204) быстрее растет на КДА и голодном агаре при +20С, но способна развиваться при +5С. 95

Важно помнить, что быстрый рост часто не сбалансирован, а наилучшее развитие с уравновешенным метаболизмом почти всегда происходит при менее высоких температурах, по сравнению с оптимальными, когда максимален прирост биомассы (Hassan et al., 2016). Кроме того, в климатических условиях Антарктиды +20С достижимы редко и не для всех биотопов (Абрамов и др., 2011). Штаммы A. psychrotrophicus 204 и T. ellipsoideus 210 быстрее развивались на среде КДА. Ввиду относительно быстрого роста A. psychrotrophicus 204 и T. ellipsoideus 210 на ГА полагаем, что они легко могут переносить олиготрофные условия. На первый взгляд кажется странным практически такой же быстрый рост штаммов №204 и 210 на этой среде, как и на богатых средах ГПД и КДА. Однако отметим, что все культуры для этого исследования изначально пересевались со скошенного агара, хранящегося в холодильной камере (+5С) на скошенном агаре с богатой питательными веществами средой ГПД. Рост A. psychrotrophicus 204 и T. ellipsoideus 210 на среде без органических веществ можно объяснить экономным расходованием накопленных запасов энергии и элементов пропагул, запасенных на первичной ГПД, а также следовым количеством среды, перенесенной при пересеве с косяка на чашки Петри. Максимальный диаметр колонии (d=48 мм на 14-е сутки при +20С на КДА) выявлен у A. psychrotrophicus 204. Многие микологи говорят о доминировании этого вида в антарктических биотопах с моховым покровом (Tosi et al., 2002), которые холоднее, чем «каменные мостовые» и «безгумусные почвы». Выявленный нами факт об A. psychrotrophicus косвенно подтверждает это утверждение. Наиболее быстрый рост (d=2-3 мм) на 3-и сутки отмечали у ряда штаммов: A. psychrotrophicus 204, T. globosus 212, T. ellipsoideus 210, T. microsporus 202, T. microsporus 125 при +5°С. Такая закономерность доказывает, что эти изоляты адаптированы к низким температурам, то есть, вероятно, являются аборигенами, а не инвазивными для Антарктиды. Наибольшие отличия в росте культур (диаметр одних изолятов достигал более 22 мм, в то время как размеры колоний других составлял менее 8 мм) при различных условиях отмечали на седьмые сутки, этот срок являлся началом экспоненциальной фазы роста культур. Половое размножение (формирование аском) и рост в виде тонкого (d=2-3 мкм) мицелия у тестируемых штаммов были выявлены исключительно на бедных средах ЧА и ГА, премущественно, при низкой (+5°С) температуре. При +20С лишь на ГА аскомы образовывали A. psychrotrophicus 204 и T. microsporus 125. Такое явление косвенно доказывает адаптацию штаммов к низким температурам и олиготрофии, характерным для многих биотопов Антарктиды (Абрамов и др., 2011). Меньшую толщину мицелия можно объяснить низким содержанием питательных веществ в данных средах по сравнению с КДА и ГПД, что отмечали и другие исследователи (Озерская и др., 2008). Только на богатых средах выявляли обильные синнемы у всех изученных культур. Итак, все протестированные на физиологические характеристики антарктические штаммы оказались психрофилами, быстрее растущими на ГПД, 96

КДА или ГА. Половое размножение у тестируемых культур было выявлено исключительно на бедных средах ЧА и ГА, и, преимущественно, лишь при низкой (+5°С) температуре. 97

Заключение Впервые оценены запасы и охарактеризована структура грибной биомассы почв оазисов Антарктиды. Основной вклад (88-99%) в микробную биомассу изученных типов антарктических почв вносят не бактерии, а грибы. Их наибольшая биомасса (> 700 мкг С/г почвы) отмечена в почвах с поверхностными (эпиэдафическими) органогенными горизонтами в виде моховых/лишайниковых подстилок, где происходит наиболее активное развитие грибного мицелия. Основная часть (70-98%) биомассы микобиота представлена мелкими спорами и дрожжами. Для почв без мохового/лишайникового покрова накопление биомассы грибов происходило в гиполитных подповерхностных горизонтах, экранированных с поверхности «каменной мостовой». В верхних слоях почв этого типа и органогенных горизонтов основная часть мицелия (> 60%) содержит протекторные меланиновые пигменты. Существенное увеличение грибной биомассы за счет развития дрожжей зафиксировано в глееземах на сапропелевых отложениях при субаквальных условиях (до 290.2±27 мкг С/г почвы) и в альгобактериальном мате на дне озера (920.7±46 мкг С/г почвы). При +5°С доля жизнеспособных пропагул в антарктических образцах выше, чем при +20°С вне зависимости от количества в них органических веществ. Наибольшая (до 1010/г почвы) численности копий гена ITS рДНК грибов обнаружена в почвах Антарктиды подо мхом, а минимальная (до 10 8 /г почвы) – в сухих реголитах и «каменных мостовых». Значения этого показателя во всех изученных почвах уменьшались вниз по профилю. В исследованных почвах и почвоподобных телах Антарктиды численность культивируемой микобиоты колебалась в пределах от 0.8102 до 1.2104 КОЕ/г почвы. Максимальные значения характерны для подповерхностных горизонтов моховых долин и субаквальных биотопов, а минимальные – для безрастительных биотопов. Большинство выделенных штаммов психротолерантно, значимая часть имеет мицелиально-дрожжевого диморфизм. Из почв Антарктиды выделено 153 вида грибов, которые относятся к 77 родам из 3 отделов. Отдел Mucoromycota представлен родами Absidia, Mortierella, Mucor, Rhizopus и Umbelopsis. Отдел Ascomycota – 4 телеоморфными (Antarctomyces, Thelebolus, Talaromyces и Pseudogymnoascus) и 58 анаморфными родами, среди которых 2 рода – дрожжи (Candida, Debaryomyces), остальные – мицелиальные микромицеты. Наибольшим видовым разнообразием характеризовались роды: Penicillium (27 видов), Phoma (11 видов) Cladosporium (9 видов), Cadophora (8 видов), Aspergillus (7 видов), Thelebolus (5 видов), Alternaria (4 вида). Отдел Basidiomycota представлен только дрожжами 10 родов: Cryptococcus, Filobasidium, Glaciozyma, Goffeauzyma, Hannaella, Leucosporidium, Mrakia, Phenoliferia, Rhodotorula, Vishniacozyma. Определенные по анализу участка ITS рДНК 15 видов микромицетов (7 из них выделены в ходе эксперимента-сукцессии): Cadophora novi-eboraci, Coniothyrium glomeratum, Cryptendoxyla hypophloia, Eurotium niveoglaucum, Lecanicillium fungicola, Microascus cinereus, Microsphaeropsis olivacea, Monocillium nordinii, Oedocephalum nicotianae, Ophiocordyceps sinensis, 98

Simplicillium aogashimaense, Sympodiomycopsis kandeliae, Paraphoma fimeti, Periconia igniaria, Peyronellaea calorpreferens ранее не отмечены микологами в Антарктиде. Также выявлено 26 различных по морфологии стерильных, часто дрожжеподобных мицелиев неопределенного систематического положения ввиду их сложной культивации. Количество видов в индивидуальных образцах варьировало от 2 до 9. Наибольшее видовое разнообразие отмечено в бедных органическим веществом почвах («каменных мостовых», реголитах, «безгумусных почвах» и др.). В почвах под развитым мохово-лишайниковым покровом число видов составляло не более 2-5, большая часть которых являлись доминантами. В долинах с моховым и/или лишайниковым покровом преобладали грибы с каротиновыми и/или хиноновыми пигментами родов: Ascochyta, Aureobasidium, Penicillium, Phoma, Rhodotorula, Thelebolus. Присутствие мукоромицетов (Absidia, Mucor, Rhizopus) зарегистрировано только в почвах подо мхом. Биотопы с низким количеством органических веществ («каменные мостовые», «безгумусные почвы» и др.) содержали, преимущественно, меланизированные культуры: Alternaria, Aspergillus, Cadophora, Cladophialophora, Cladosporium, а также стерильные мицелии. В аквальных биотопах доминировали диморфные и дрожжевые формы: Antarctomyces, Hyphozyma, Goffeauzyma, Geotrichum, Phoma, Thelebolus. В субаквальных биотопах глееземов и грунтах со дна озер отмечали большую численность дрожжей (Candida davisiana, G. gilvescens и др.) и низкое обилие мицелиальных грибов. Лишь единично встречались целлюлозолитические грибы родов Trichoderma и Trichurus. Видовое разнообразие культивируемых микромицетов увеличивалось в процессе всего эксперимента сукцессии, однако наибольший прирост новых видов происходил в первые 14 суток эксперимента. Большее влияние на численность и разнообразие видов оказывала температура культивирования посевов, а не инкубации почвы. При инкубации чашек Петри с посевами при +25°С в обеих почвах доминировали эвритопные виды, а при +5°С – психротолерантные Thelebolus microsporus и дрожжи Goffeauzyma gilvescens. Низкие уровни численности КОЕ микромицетов и дрожжей (около 0.8102 КОЕ/г почвы) отмечали в почвах без органических остатков, в «каменных мостовых» и реголитах. Содержание пропагул культивируемых грибов выше на порядок в глееземах и озерных грунтах – 7.8103 КОЕ/г почвы, где выявлено много дрожжей. Максимальная численность грибных КОЕ выявлена в почвах подо мхом и в оторфованных горизонтах – до 1.2104 КОЕ/г почвы. Наличие мохового-лишайникового покрова служит увеличению только численности, но не видового разнообразия грибов. Численность КОЕ культивируемых грибов вниз по профилю, как и содержание биомассы микобиоты, была больше на порядок в подповерхностных (103-104 КОЕ/г почвы), а не в верхних горизонтах (102-103 КОЕ/г почвы) и снижалась с глубиной (0.8-8.7  102 КОЕ/г почвы). Часть выделенных изолятов – психротолеранты или психрофилы, так как выделены при +5С. Среди них преобладали, по-видимому, аборигенные штаммы родов: Antarctomyces, Cadophora, Cladosporium, Cryptococcus, Hyphozyma, Goffeauzyma, Phoma, Thelebolus. 99

Три четверти исследованных антарктических штаммов микромицетов подавляют рост B. subtilis ATCC 6633. Фунгицидная активность в отношении A. niger INA 00760 выявлена у 42% исследованных штаммов. Их большая часть имела умеренную антибиотическую активность. Высокой бактерицидной и фунгицидной активностью обладала меньшая часть (4%) от всех штаммов, подвергшихся скринингу. Значительная доля активных изолятов выделена из богатых органическими веществами субстратов оазиса Холмы Ларсеманн (ст. Прогресс) с наиболее суровыми климатическими условиями, по сравнению с другими местами отбора антарктических почв. Почти 77% тестируемых антарктических микромицетов подавляло рост (умеренная и низкая активности) грамположительных бактерий и актиномицетов, выделенных из субстратов Антарктиды. Большее ингибирование роста антарктических штаммов бактерий фиксировали от блоков чистых культур, чем от экстрактов этилацетатом культуральных жидкостей. Характерные антарктические виды, представленные штаммами Antarctomyces psychrotrophicus 204 и Hyphozyma variabilis 218, имели, преимущественно, редкие в природе гидрофильные антибиотические вещества, которые в значительной степени подавляли B. subtilis ATCC 6633, но не ингибировали A. niger INA. Максимально эффективный гидролиз ФДА проявили штаммы характерных для Антарктиды видов – Hyphozyma variabilis 218 (51 нмоль ФДА/г мицелиячас) и Thelebolus ellipsoideus 210 (29 нмоль ФДА/г мицелиячас). Активность целлюлаз этих изолятов и Phoma violacea 214 была ниже (от 24 - 40 мкмоль глюкозы/г), чем у эвритопных видов (до 89 мкмоль глюкозы/г). Большие значения целлюлолитической активности у всех изолятов отмечали при +5°С, чем при +25°С. Ни у одного из тестируемых антарктических штаммов не обнаружена лакказная и фенолоксидазная активность. ВЫВОДЫ 1. Из-за суровых климатических условий биомасса грибов в почвах Антарктиды представлена, в основном, одноклеточными формами (спорами и дрожжами), а не мицелием; наибольшее количество грибной биомассы, жизнеспособных пропагул и КОЕ микромицетов сосредоточены в подповерхностных горизонтах. 2. Наибольшая численность копий гена ITS рДНК, КОЕ грибов, но наименьшее видовое разнообразие культивируемых микромицетов - обнаружены в антарктических почвах под моховым/лишайниковым покровом. 3. Почвам с малым количеством органического вещества свойственно большее разнообразие грибов (до 9 видов/образец), чем почвам с его обилием (до 3 видов/образец). 4. В антарктических терригенных биотопах преобладают мицелиальные грибы, а в аквальных – дрожжи. Основные доминанты в биотопах с моховым/лишайниковым покровом – Phoma, Thelebolus, Penicillium, Rhodotorula; в «каменных мостовых» и реголитах – Cadophora, Cladosporium, Cladophialophora; в аквальных биотопах – Antarctomyces, Hyphozyma, 100

Goffeauzyma, Phoma, Thelebolus, Geotrichum. Выделенные в ходе посевов 15 видов микромицетов ранее не обнаружены микологами в Антарктиде. 5. Более 3/4 антарктических штаммов грибов обладают умеренной бактерицидной активностью, и более 1/3 – умеренной фунгицидной активностью. Высокая антагонистическая активность у антарктических штаммов редка. 6. Для штаммов распространенных в Антарктиде видов грибов (Hyphozyma variabilis и Thelebolus ellipsoideus) свойственны высокая эстеразная, низкая целлюлазная и отсутствие фенолосидазной лакказной активности. 7. Все протестированные на физиологические характеристики антарктические штаммы – психрофилы. Формирование у них аском выявлено исключительно на бедных средах ЧА и ГА при низкой (+5°С) температуре. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. Абакумов Е.В., Лупачев А.В. Почвенное разнообразие наземных экосистем Антарктики (в районах расположения российских антарктических станций) // Український антарктичний журнал. 2012. №10-11. С.222-228. 2. Абакумов Е.В. Зоогенный педогенез как основной биогенный почвенный процесс в Антарктиде // Русский орнитологический журнал. 2014. Т.23. Экспресс-выпуск № 972. C.576-584. 3. Абрамов А.А., Слеттен Р.С., Ривкина E.M., Миронов В.А., Гиличинский Д.А. Геокриологические условия Антарктиды // Криосфера Земли. 2011. Т.15. №3. С.3-19. 4. Ананьева Н.Д., Полянская Л.М., Стольникова Е.В., Звягинцев Д.Г. Соотношение биомассы грибов и бактерий в профиле лесных почв. Известия Российской академии наук. Серия биологическая. 2010. №3. С.308-17. 5. Власов Д.Ю., Горбунов Г.А., Крыленков В.А., и др. Микромицеты из районов расположения антарктических полярных станций (Западная Антарктида) // Микология и фитопатология. 2006. Т.40. №3. С. 202-211. 6. Власов Д.Ю., Зеленская М.С., Кирцидели И.Ю., Абакумов Е.В., Крыленков В.А., Лукин В.В., Грибы на природных и антропогенных субстратах в Западной Антарктике // Микология и фитопатология. 2012. Т.46. №1. С.2026. 7. Горячкин С.В. Структура, генезис и экология почвенного покрова бореально-арктических областей ЕТР: Автореф. дис. д-ра геогр. наук. М., ИГРАН. 2006. 8. Горячкин С.В., Гиличинский Д.А., Абакумов Е.В., и др. Почвы Антарктиды: разнообразие, география, генезис (по исследованию районов Российских станций) // Разнообразие мерзлотных и сезонно-промерзающих почв и их роль в экосистемах. Мат-лы V межд. конф. по криопедологии Улан-Удэ, Бурятия, Российская Федерация, 14-20 сентября 2009. Москва-Улан-Удэ. 2009. С.32. 9. Горячкин С.В., Гиличинский Д.А., Мергелов Н.С., Конюшков Д.Е., Лупачев А.В., Абрамов А., Долгих А.В., Зазовская Э.П. Почвы Антарктиды: первые 101

итоги, проблемы и перспективы исследований // Геохимия ландшафтов и география почв (к 100-летию М.А. Глазовской). М.: 2012. С.361-388. 10.Горячкин С.В. Почвенно-ландшафтные исследования в Антарктиде: результаты, проблемы и перспективы / Материалы I Международной научно-практической конференции «Мониторинг состояния природной среды Антарктики и обеспечение деятельности национальных экспедиций». Минск. Изд-во «Экоперспектива». 2014. С.57-61. 11.Демидов Н.Э., Гиличинский Д.А., Миронов В.А., Шмакова Л.А. Криобиосфера Земли и поиск жизни на Марсе // Криосфера Земли. 2012. Т. XVI. № 4. С.67–82. 12.Добровольская Т.Г., Головченко А.В., Звягинцев Д.Г. и др. Функционирование микробных комплексов верховых торфяников – анализ причин медленной деструкции торфа / Под ред. И.Ю. Чернова. М.:Тов-во науч. изд. КМК. 2013. С.82. 13.Добровольская Т.Г., Звягинцев Д.Г., Чернов И.Ю., Головченко А.В., Зенова Г.М., Лысак Л.В., Манучарова Н.А., Марфенина О.Е., Полянская Л.М., Степанов А.Л., Умаров М.М. Роль микроорганизмов в экологических функциях почв // Почвоведение. 2015. №9. С.1087. 14.Долгих А.В., Мергелов Н.С., Лупачев А.В., Горячкин С.В. Разнообразие почв и почвоподобных тел в оазисе Холмы Тала (Восточная Антарктида) / Материалы I Международной научно-практической конференции «Мониторинг состояния природной среды Антарктики и обеспечение деятельности национальных экспедиций». Минск. Изд-во «Экоперспектива». 2014. С.78-82. 15.Егоров Н.С. Основы учения об антибиотиках. Москва. Наука. МГУ. 2004. C.528. 16.Железова А.Д., Кутовая О.В., Дмитренко В.Н., Тхакахова А.К., Хохлов С.Ф. Оценка количества ДНК разных групп микроорганизмов в генетических горизонтах темно-серой почвы // Бюллетень Почвенного института им. В.В. Докучаева. 2015. №78. С.87-98. 17.Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. М.: Изд-во Моск. Ун-та. 1991. С.304. 18.Кирцидели И.Ю., Власов Д.Ю., Абакумов Е.В., Гиличинский Д.А. Разнообразие и ферментативная активность микромицетов из слаборазвитых почв Береговой Антарктики // Микология и фитопатология. 2010. Т.44. №5. С.387-97. 19.Кирцидели И.Ю., Власов Д.Ю., Баранцевич Е.П., Крыленков В.А., Соколов, В.Т. Распространение терригенных микромицетов в водах арктических морей. Микология и фитопатология. 2012. T.46. №5. С.306-310. 20.Кирцидели И.Ю., Власов Д.Ю., Баранцевич Е.П., Крыленков В.А., Соколов В.Т. Образование органических кислот грибами, изолированными с поверхности памятников из камня // Микробиология. 2014. T.83. №5. С.525533. 21.Кирцидели И.Ю., Тешебаев Ш.Б., Власов Д.Ю., Новожилов Ю.К., Абакумов, Е.В., Баранцевич Е.П., Крыленков В.А., Зеленская М.С. Изменение микробных сообществ в первичных почвах и грунтах в районе 102

антарктической станции «мирный» при антропогенном влиянии. Гигиена и санитария, 2017. Т.96. №10. С.949-955. 22.Кочкина Г.А., Иванушкина Н.Е., Озерская С.М. Структура микобиоты многолетней мерзлоты, Микология. 2012. Т.12. №12. С.178-186. 23.Литвинов М.А. Методы изучения почвенных микроскопических грибов. Наука. 1969. 24.Лупачев А.В., Абакумов Е.В. Почвы Земли Мэри Бэрд (Западная Антарктика) // Почвоведение. 2013. №10. С.1167. 25.Марфенина О.Е., Никитин Д.А., Иванова А.Е. Структура грибной биомассы и разнообразие культивируемых микромицетов в почвах Антарктиды (станции «Прогресс» и «Русская») // Почвоведение. 2016. Т.49. №8. С.934941. 26.Матвеева Н.В., Заноха Л.Л., Афонина О.М., Потемкин А.Д., Патова Е.Н., Давыдов Д.А., Андреева В.М., Журбенко М.П., Конорева Л.А., Змитрович И.В., Ежов О.Н., Ширяев А.Г., Кирцидели И.Ю. Растения и грибы полярных пустынь северного полушария. Российская академия наук. Ботанический институт им. В.Л. Комарова. Санкт-Петербург. Издательство «Марафон». 2015. 27.Мачавариани Н.Г., Терехова Л.П. Биологически активные соединения, образуемые микроорганизмами-эндофитами // Антибиотики и химиотерапия. 2014. Т.59. №5-6. C. 5-6. 28.Мергелов Н.С., Горячкин С.В., Шоркунов И.Г., Зазовская Э.П., Черкинский А.Е. Эндолитное почвообразование и скальный "загар" на массивнокристаллических породах в Восточной Антарктике // Почвоведение. 2012. № 10. С.1-18. 29.Мергелов Н.С. Почвы влажных долин в оазисах Ларсеманн и Вестфолль (Земля принцессы Елизаветы, Восточная Антарктида) // Почвоведение. 2014. № 9. С.1027-1045. 30.Мухаметова Н.В., Абакумов Е.В., Рюмин А.Г. Гранулометрический состав антарктических почв по данным селиментометрии и лазерной дифрактометрии // Агрофизика. 2013. Т.3. №11. С.1-6. 31.Никитин Д.А., Чернов Т.И., Тхакахова А.К., Семенов М.В., Бгажба Н.А., Железова А.Д., Марфенина О.Е., Кутовая О.В. Влияние низких температур на структуру микробной биомассы в почвенных образцах при их хранении // Бюллетень Почвенного института им. В.В. Докучаева. 2017a. Вып. 89., С. 3653. doi: 10.19047/0136-1694-2017-89-36-53 32.Никитин Д.А, Марфенина О.Е., Кудинова А.Г., Лысак Л.В., Мергелов Н.С., Долгих А.В., Лупачев А.В. Микробная биомасса и бактериологическая активность почв и почвоподобных тел береговых оазисов Антарктиды // Почвоведение. 2017б. №9. С.1122-1133. 33.Никитин Д.А., Марфенина О.Е., Максимова И.А. Использование сукцессионного подхода при изучении структуры грибной биомассы и видового состава микромицетов антарктических почв // Микология и фитопатология. 2017в. Т.51. Вып.5. С.211-219. 103

34.Озерская С.М., Кочкина Г.А., Иванушкина Н.Е., Князева Е.В., Гиличинский Д.А. Структура комплексов микромицетов в многолетнемерзлых грунтах и криопегах Арктики //Микробиология. 2008. Т.77. №4. С.482-489. 35.Полянская Л.М., Звягинцев Д.Г. Содержание и структура микробной биомассы как показатель экологического состояния почв // Почвоведение. 2003. №6. С.706-714. 36.Рошаль А.Д., Красноперова А.П., Дикий И.В., Юхно Г.Д., Сизова З.А., Шмырев Д.В., Гамуля Ю.Г., Утевский А.Ю. Примитивные почвы горы Demaria (Graham land, Antarctic penisula): морфология, минеральный состав, вертикальное распределение // Український антарктичний журнал. 2013. №12. С.265-281. 37.Таширев А.Б. Комплексные исследования структуры и функций антарктических наземных микробных ценозов // Українский антарктичний журнал. 2009. №8. С.328-342. 38.Чернов И.Ю., Марфенина О.Е. Адаптивные стратегии грибов в связи с освоением наземных местообитаний / Палеопочвы и индикаторы континентального выветривания в истории биосферы. Серия «Геобиологические системы в прошлом». М.: ПИН РАН. 2010. С.95-111. http://www.paleo.ru/paleosoils_and_weathering/ 39.Abneuf M.A., Krishnan A., Gonzalez A.M., Pang K.L., Convey P., MohamadFauzi N., Rizman-Idid M., Alias S.A. Antimicrobial activity of microfungi from maritime Antarctic soil // Czech Polar Reports. 2016. V.6. P.141-154. doi:10.5817/CPR2016-2-13. 40.Adams R.I., Miletto M., Taylor J.W., Bruns T.D. Dispersal in microbes: fungi in indoor air are dominated by outdoor air and show dispersal limitation at short distances // The ISME journal. 2013. V.7. №7. P.1262. doi: 10.1038/ismej.2013.28 41.Ananyeva N.D., Susyan E.A., Chernova O.V., Chernov I.Y., Makarova O.L. The ratio of fungi and bacteria in the biomass of different types of soil determined by selective inhibition. Microbiology. 2006. V.75. №6. P.702-707. 42.Ananyeva N.D., Castaldib S., Stolnikova E.V., KudeyarovaV.N., Valentini R. 2014. Fungi-to-bacteria ratio in soils of European Russia // Archives of Agronomy and Soil Science. V.61. №4. P.427–446. doi: 10.1080/03650340.2014.940916 43.Andronov E.E., Petrova S.N., Pinaev A.G., Pershina E.V., Rakhimgalieva S.Z., Akhmedenov K.M., Gorobets A.V., Sergaliev N.K. Analysis of the structure of microbial community in soils with different degrees of salinization using T-RFLP and real-time PCR techniques // Eurasian soil science. 2012. V.45. №2. P.147156. doi: 10.1134/S1064229312020044 44.Anupama P.D., Praveen K.D., Singh R.K., Kumar S., Srivastava A.K., Arora D.K. A psychrophilic and halotolerant strain of Thelebolus microsporus from Pangong Lake, Himalaya // Mycosphere. 2011. V.2. №5. P. 601–609. 45.Arenz B.E., Held B.W., Jurgens J.A., Farrell R.L., Blanchette R.A. Fungal diversity in soils and historic wood from the Ross Sea Region of Antarctica // Soil Biology and Biochemistry. 2006. V.38. №10. P.3057-3064. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.01.016 104

46.Arenz B.E., Blanchette R.A. Distribution and abundance of soil fungi in Antarctica at sites on the Peninsula, Ross Sea Region and McMurdo Dry Valleys // Soil Biology and Biochemistry. 2011. V.43. №2. P.308-315. doi: 10.1016/j.soilbio.2010.10.016 47.Babalola O.O., Kirby B.M., Roes H.L, Cook A.E., Cary S.C., Burton S.G., Cowan D.A. Phylogenetic analysis of actinobacterial populations associated with Antarctic Dry Valley mineral soils // Environmental microbiology. 2009. V.11. №3. P.566-76. doi: 10.1111/j.1462-2920.2008.01809 48.Ball B.A., Virginia R.A. 2014. Microbial biomass and respiration responses to nitrogen fertilization in a polar desert // Polar Biology. 2009. V.37. №4. P.573585. doi: 10.1007/s00300-014-1459-0 49.Balouiri M., Sadiki M., Ibnsouda S.K. Methods for in vitro evaluating antimicrobial activity: a review // Journal of Pharmaceutical Analysis. 2016. V.6. №2. Р.71–79. doi: 10.1016/j.jpha.2015.11.005 50.Barrett J.E.,Virginia R.A., Hopkins D.W.J.Aislabie, R., Bargagli J.G., Bockheim I.B., Campbell W.B. Lyons D.L., Moorhead J.N. Nkem R.S. Sletteni H. Steltzerh D.H. Wallh Wallensteinh M.D. Terrestrial ecosystem processes of Victoria land, Antarctica // Soil Biology and Biochemistry. 2006. V.38. №10. P.3019-3034. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.04.041 51.Bergero R., Girlanda M., Varese G.C., Intili D., Luppi A.M. Psychrooligotrophic fungi from arctic soils of Franz Joseph Land // Polar biology. 1999. V.21. №6. P.361-368. doi: 10.1007/s003000050374 52.Bloem J., Bolhuis P.R., Veninga M.R., Wieringa J. Microscopic methods for counting bacteria and fungi in soil // Methods in applied soil microbiology and biochemistry. 1995. P.162–173. 53.Bockheim J.G., Munroe J.S. Organic carbon pools and genesis of alpine soils with permafrost: a review // Arctic, Antarctic, and Alpine Research. 2014. V.46. №4. P.987-1006. doi: 10.1657/1938-4246-46.4.987 54.Boyce K.J., Andrianopoulos A. Fungal dimorphism: the switch from hyphae to yeast is a specialized morphogenetic adaptation allowing colonization of a host // FEMS microbiology reviews. 2015. V.39. №6. P.797-811. doi: 10.1093/femsre/fuv035 55.Bradner J.R., Sidhu R.K., Gillings M., Nevalainen K.M. Hemicellulase activity of antarctic microfungi // Journal of applied microbiology. 1999. V.87. №3. P.36670. doi: 10.1046/j.1365-2672.1999.00827.x 56.Branda E., Turchetti B., Diolaiuti G., Pecci M., Smiraglia C., Buzzini P. Yeast and yeast-like diversity in the southernmost glacier of Europe (Calderone Glacier, Apennines, Italy) // FEMS microbiology ecology. 2010. V.72. №3. P.354-69. doi: 10.1111/j.1574-6941.2010.00864.x 57.Bratchkova A., Ivanova V. Bioactive metabolites produced by microorganisms collected in Antarctica and the Arctic // Biotechnology & Biotechnological Equipment. 2011. V.25. №1. Р.1-7. doi: 10.5504/BBEQ.2011.0116 58.Bridge P.D., Spooner B.M. Non-lichenized Antarctic fungi: transient visitors or members of a cryptic ecosystem? // Fungal ecology. 2012. V.5. №4. P.381-94. doi: 10.1016/j.funeco.2012.01.007 105

59.Brown S.P., Jumpponen A. Contrasting primary successional trajectories of fungi and bacteria in retreating glacier soils // Molecular ecology. 2014. V.23. №2. Р.481-497. doi: 10.1111/mec.12487 60.Brunati M., Rojas J.L., Sponga F., Ciciliato I., Losi D., Göttlich E., de Hoog S., Genilloud O., Marinelli F. Diversity and pharmaceutical screening of fungi from benthic mats of Antarctic lakes // Marine genomics. 2009. V.2. №1. Р.43-50. doi: 10.1016/j.margen.2009.04.002 61.Butinar L., Spencer-Martins I., Gunde-Cimerman N. Yeasts in high Arctic glaciers: the discovery of a new habitat for eukaryotic microorganisms // Antonie van Leeuwenhoek. 2007. V.91. №3. P. 277-289. doi: 10.1007/s10482-006-9117-3 62.Buzzini P., Branda E., Goretti M., Turchetti B. Psychrophilic yeasts from worldwide glacial habitats: diversity, adaptation strategies and biotechnological potential // FEMS Microbiology Ecology. 2012. V.82. №2. P.217-241. doi: 10.1111/j.1574-6941.2012.01348.x 63.Cameron K.A., Hagedorn B., Dieser M., Christner B.C., Choquette K., Sletten R., Crump B., Kellogg C., Junge K. Diversity and potential sources of microbiota associated with snow on western portions of the Greenland Ice Sheet // Environ. Microbiol. 2015. V.17. №3. P.594-609. doi: 10.1111/1462-2920.12446 64.Carrasco M., Rozas J.M., Barahona S., Alcaíno J., Cifuentes V., Baeza M. 2012. Diversity and extracellular enzymatic activities of yeasts isolated from King George Island, the sub-Antarctic region // BMC microbiology. V.12. №1. Р.251. doi: 10.1186/1471-2180-12-251 65.Cary S.C., McDonald I.R., Barrett J.E., Cowan D.A. On the rocks: the microbiology of Antarctic Dry Valley soils // Nature reviews. Microbiology. 2010. V.8. №2. Р.129. 66.Cavicchioli R., Siddiqui K.S., Andrews D., Sowers K.R. Low-temperature extremophiles and their applications // Current Opinion in Biotechnology. 2002. V.13. №3. Р.253-261. doi: 10.1016/S0958-1669(02)00317-8 67.Chan Y., Lacap D.C., Lau M.C.Y., Ha K.Y., Warren‐Rhodes K.A., Cockell C.S., Cowan D.A., McKay C.P., Pointing S.B. Hypolithic microbial communities: between a rock and a hard place // Environmental Microbiology. 2012. V.14. №9. P.2272-2282. doi: 10.1111/j.1462-2920.2012.02821.x 68.Choudhari S., Lohia R., Grigoriev A. Comparative metagenome analysis of an Alaskan glacier // J. Bioinform. Comput. Biol. 2014. V.12. №2. P.1441003. doi: 10.1142/S0219720014410030 69.Collado I.G., Sánchez A.J.M., Hanson J.R. Fungal terpene metabolites: biosynthetic relationships and the control of the phytopathogenic fungus Botrytis cinerea // Natural product reports. 2007. V.24. №4. Р.674-686. doi: 10.1039/B603085H 70.Connell L., Redman R., Craig S., Rodriguez R. Distribution and abundance of fungi in the soils of Taylor Valley, Antarctica // Soil Biology and Biochemistry. 2006. V.38. №10. P.3083-3094. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.02.016 71.Connell L.B., Rodriguez R.R., Redman R.S., Dalluge J.J. Cold-adapted yeasts in Antarctic deserts. InCold-Adapted Yeasts (P.75-98). Springer Berlin Heidelberg. 2014. 106

72.Cowan Don A. Antarctic terrestrial microbiology physical and biological properties of Antarctic soils-Springer Berlin. 2014. 73.Cox F., Newsham K.K., Bol R., Dungait J.A., Robinson C.H. Not poles apart: Antarctic soil fungal communities show similarities to those of the distant Arctic // Ecology letters. 2016. V.19. №5. Р.528-36. doi: 10.1111/ele.12587 74.Cripps C.L., Eddington L.H. Distribution of mycorrhizal types among alpine vascular plant families on the Beartooth Plateau, Rocky Mountains, USA, in reference to large-scale patterns in arctic–alpine habitats // Arctic, Antarctic, and Alpine Research. 2005. V.37. №2. Р.177-188. doi: 10.1657/15230430(2005)037[0177:DOMTAA]2.0.CO;2 75.De Hoog G.S., Smith M.T. Hyphozyma, a new genus of yeast-like Hyphomycetes. Antonie van Leeuwenhoek. 1981. V.47. №4. P.339-352. 76.De Hoog G.S., Gottlich E., Platas G., Genilloud O., Leotta G., Van Brummelen J. Evolution, taxonomy and ecology of the genus Thelebolus in Antarctica // Studies in Mycology. 2004. V.51. Р.33-76. 77.Dolev M.B., Braslavsky I., Davies P.L. Ice-binding proteins and their function // Annual review of biochemistry. 2016. V.85. P.515-542. doi: 10.1146/annurevbiochem-060815-014546 78.Dolgikh A.V., Mergelov N.S., Abramov A.A., Lupachev A.V., Goryachkin S.V. Soils of Enderby Land // The Soils of Antarctica. Springer International Publishing. 2015. P.45-63. doi: 10.1007/978-3-319-05497-1_4 79.Domsch K.H., Gams W., Anderson T.H. Compendium of soil fungi, 2nd taxonomically revised edition by W. Gams. IHW, Eching. 2007. 80.Dzoyem et al. Cytotoxicity, antioxidant and antibacterial activity of four compounds produced by an endophytic fungus Epicoccum nigrum associated with Entada abyssinica. Rev. bras. farmacogn. 2017. V.27. №2. P.251-253. 81.Duncan S.M., Farrell R.L., Thwaites J.M., Held B.W., Arenz B.E., Jurgens J.A., Blanchette R.A. Endoglucanase producing fungi isolated from Cape Evans historic expedition hut on Ross Island, Antarctica // Environmental Microbiology. 2006. V.8. №7. Р.1212-1219. doi: 10.1111/j.1462-2920.2006.01013.x 82.Duncan S.M., Minasaki R., Farrell R.L., Thwaites J.M., Held B.W., Arenz B.E., Jurgens J.A., Blanchette R.A. Screening fungi isolated from historic Discovery Hut on Ross Island, Antarctica for cellulose degradation. Antarctic Science. 2008. V.20. №5. Р.463-70. doi: 10.1017/S0954102008001314 83.Ellis M.B. Dematiaceous hyphomycetes. Dematiaceous hyphomycetes. 1971. 84. Favaro L., Cecilia L., Souza F.L.S., Araújo W.L. "Epicoccum nigrum P16, a sugarcane endophyte, produces antifungal compounds and induces root growth // PLoS One. V.7. №6. 2012. P.36826. 85.Fell J.W., Scorzetti G., Connell L., Craig S. Biodiversity of micro-eukaryotes in Antarctic Dry Valley soils with< 5% soil moisture // Soil Biology and Biochemistry. 2006. V.38. №10. Р.3107-3119. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.01.014 86.Fenice M., Selbmann L., Zucconi L., Onofri S. Production of extracellular enzymes by Antarctic fungal strains // Polar Biology. 1997. V.17. №3. P.275-280. doi: 10.1007/s003000050132 87.Fenice M., Barghini P., Selbmann L., Federici F. Combined effects of agitation and aeration on the chitinolytic enzymes production by the Antarctic fungus 107

Lecanicillium muscarium CCFEE 5003 // Microbial cell factories. 2012. V.11. №1. Р.12. doi: 10.1186/1475-2859-11-12 88.Ferrari B.C., Zhang C., Van Dorst J. Recovering greater fungal diversity from pristine and diesel fuel contaminated sub-Antarctic soil through cultivation using both a high and a low nutrient media approach. Frontiers in microbiology. 2011. V.2. P.217. doi: 10.3389/fmicb.2011.00217 89.Friedmann E.I. Endolithic microorganisms in the Antarctic cold desert // Science. 1982. V.215. P.1045-1253. 90.Friedmann E.I., Kappen L., Meyer M.A., Nienow J.A. Longterm productivity in the cryptoendolithic microbial community of the Ross Desert, Antarctica // Microb. Ecol. 1993. V.25. №1. P.51–69. doi: 10.1007/BF00182129 91.Frisvad J.C. Fungi in cold ecosystems. In Psychrophiles: from biodiversity to biotechnology. Springer Berlin Heidelberg. 2008. Р.137-156. 92.Furbino L.E., Godinho V.M., Santiago I.F., Pellizari F.M., Alves T.M., Zani C.L., Junior P.A., Romanha A.J., Carvalho A.G., Gil L.H., Rosa C.A. Diversity patterns, ecology and biological activities of fungal communities associated with the endemic macroalgae across the Antarctic Peninsula // Microbial ecology. 2014. V.67. №4. Р.775-787. doi: 10.1007/s00248-014-0374-9 93.Gaspar M.L., Cabello M.N., Pollero R., Aon M.A. Fluorescein Diacetate Hydrolysis as a Measure of Fungal Biomass in Soil // Current Microbiol. 2001. V.42. №5. P. 339–344. doi: 10.1007/s002840010226 94.Gawas-Sakhalkar P., Singh S., Naik S., Ravindra R. High-temperature optima phosphatases from the cold-tolerant Arctic fungus Penicillium citrinum // Polar Research. 2012. V.31. №1. P.11105. doi: 10.3402/polar.v31i0.11105 95.Gesheva V. Production of antibiotics and enzymes by soil microorganisms from the windmill islands region, Wilkes Land, East Antarctica // Polar biology. 2010. V.33. №10. Р.1351-1357. doi: 10.1007/s00300-010-0824-x 96.Geiges O. Microbial processes in frozen food // Advances in Space Research. 1996. V.18. №12. P.109-118. doi: 10.1016/0273-1177(96)00006-3 97.Gianoli E., Inostroza P., Zúñiga-Feest A., Reyes-Díaz M., Cavieres L.A., Bravo L.A., Corcuera L.J. Ecotypic differentiation in morphology and cold resistance in populations of Colobanthus quitensis (Caryophyllaceae) from the Andes of central Chile and the maritime Antarctic // Arctic, Antarctic, and Alpine Research. 2004. V.36. №4. P.484-489. doi: 10.1657/15230430(2004)036[0484:EDIMAC]2.0.CO;2 98.Gill C.O., Lowry P.D. Growth at subzero temperatures of black spot fungi from meat // Journal of Applied Microbiology. 1982. V.52. №2. P.245-50. doi: 10.1111/j.1365-2672.1982.tb04846.x 99.Giudice A.L., Fani R. Antimicrobial Potential of Cold-Adapted Bacteria and Fungi from Polar Regions. InBiotechnology of Extremophiles. Springer International Publishing. 2016. Р.83-115. 100. Glushakova A.M., Kachalkin A.V., Chernov I.Y. Specific features of the dynamics of epiphytic and soil yeast communities in the thickets of Indian balsam on mucky gley soil // Eurasian soil science. 2011. V.44. №8. P.886-892. doi: 10.1134/S1064229311080059 108

101. Gocheva Y.G., Tosi S., Krumova E.T., Slokoska L.S., Miteva J.G., Vassilev S.V., Angelova M.B. Temperature downshift induces antioxidant response in fungi isolated from Antarctica // Extremophiles. 2009. V.13. №2. P.273-281. doi: 10.1007/s00792-008-0215-1 102. Gonçalves V.N., Vaz A.B., Rosa C.A., Rosa L.H. Diversity and distribution of fungal communities in lakes of Antarctica // FEMS microbiology ecology. 2012. V.82. №2. P.459-471. doi: 10.1111/j.1574-6941.2012.01424.x 103. Gonçalves V.N., Carvalho C.R., Johann S., Mendes G., Alves T.M., Zani C.L., Junior P.A., Murta S.M., Romanha A.J., Cantrell C.L., Rosa C.A. Antibacterial, antifungal and antiprotozoal activities of fungal communities present in different substrates from Antarctica // Polar Biology. 2015. V.38. №8. P.1143-52. doi: 10.1007/s00300-015-1672-5 104. Gorbushina A.A., Whitehead K., Dornieden T., Niesse A., Schulte A., Hedges J.I. Black fungal colonies as units of survival: hyphal mycosporines synthesized by rock-dwelling microcolonial fungi // Canadian Journal of Botany. 2003. V.81. №2. P.131-138. doi: 10.1139/b03-011 105. Gostinčar C., Turk M. Extremotolerant fungi as genetic resources for biotechnology // Bioengineered. 2012. V.3. №5. P.293-297. doi: 10.4161/bioe.20713 106. Gostinčar C., Grube M., De Hoog S., Zalar P., Gunde-Cimerman N. Extremotolerance in fungi: evolution on the edge // FEMS microbiology ecology. 2009. V.71. №1. Р.2-11. doi: 10.1111/j.1574-6941.2009.00794.x 107. Gregorich E.G., Hopkins D.W., Elberling B., Sparrow A.D., Novis P., Greenfield L.G., Rochette P. Emission of CO2, CH4 and N2O from lakeshore soils in an Antarctic dry valley // Soil Biology and Biochemistry. 2006. V.38. №10. P.3120-3129. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.01.015 108. Grishkan I. Influence of wildfire on diversity of culturable soil microfungal communities in the Mount Carmel forest, Israel // Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology. 2016. V.150. №1. P.1-10. doi: 10.1080/11263504.2014.984007 109. Gupta R., Kumari A., Syal P., Singh Y. Molecular and functional diversity of yeast and fungal lipases: their role in biotechnology and cellular physiology // Progress in lipid research. 2015. V.57. P.40-54. doi: 10.1016/j.plipres.2014.12.001 110. Gutarowska B., Żakowska Z. Mathematical models of mycelium growth and ergosterol synthesis in stationary mould culture // Letters in Applied Microbiology. 2009. V.48. №5. P.605–610. doi: 10.1111/j.1472765X.2009.02577.x 111. Handelsman J. Metagenomics: application of genomics to uncultured microorganisms // Microbiology and molecular biology reviews. 2004. V.68. №4. P.669-85. doi: 10.1128/MMBR.69.1.195.2005 112. Hassan N., Rafiq M., Hayat M., Shah A.A. Hasan F. Psychrophilic and psychrotrophic fungi: a comprehensive review // Reviews in Environmental Science and Bio/Technology. 2016. V.15. №2. P.147-72. doi: 10.1007/s11157016-9395-9399 109

113. Harrington T.J., Mitchell D.T. Characterization of Dryas octopetala ectomycorrhizas from limestone karst vegetation, western Ireland // Canadian Journal of Botany. 2002. V.80. №9. P.970-982. 114. Henríquez M., Vergara K., Norambuena J., Beiza A., Maza F., Ubilla P., Araya I., Chávez R., San-Martín A., Darias J., Darias M.J. Diversity of cultivable fungi associated with Antarctic marine sponges and screening for their antimicrobial, antitumoral and antioxidant potential. World journal of microbiology and biotechnology. 2014. V.30. №1. P.65-76. doi: 10.1007/s11274-013-1418-x 115. Ivanova A.E., Marfenina O.E. Soil fungal communities as bioindicators of ancient human impacts in medieval settlements in different geographic regions of Russia and southwestern Kazakhstan // Quaternary International. 2015. V.365. P.212-222. doi: 10.1016/j.quaint.2014.10.016 116. Johannes C., Majcherczyk A. Laccase activity tests and laccase inhibitors // Journal of Biotechnology. 2000. V.78. №2. P.193-199. doi: 10.1016/S01681656(00)00208-X 117. Jumpponen A. Soil fungal community assembly in a primary successional glacier forefront ecosystem as inferred from rDNA sequence analyses // New Phytologist. 2003. V.158. №3. P.569-578. doi: 10.1046/j.1469-8137.2003.00767.x 118. Kaup P.E., Burgess J.S. Surface and subsurface flows of nutrients in natural and human impacted lake catchments on Broknes, Larsemann Hills, Antarctica // Antarctic Science. 2002. V.14. №4. P.343-352. doi: 10.1017/S0954102002000123 119. Kawaguchi M., Nonaka K., Masuma R., Tomoda H. New method for isolating antibiotic-producing fungi // Journal of Antibiotics. 2013. V.66. №1. P.17-21. doi: 10.1038/ja.2012.79 120. Kochkina G.A., Ozerskaya S.M, Ivanushkina N.E, Chigineva N.I., Vasilenko O.V., Spirina E.V., Gilichinsky D.A. Fungal Diversity in the Antarctic Active Layer // Microbiology. 2014. V.83. №1-2. P.94–101. doi: 10.1134/S002626171402012X 121. Kogej T., Gostinčar C., Volkmann M., Gorbushina A.A., Gunde-Cimerman N. Mycosporines in extremophilic fungi – novel complementary osmolytes? // Environmental Chemistry. 2006. V.3. ą2. P.105-110. doi: 10.1071/EN06012 122. Knowlton C., Veerapaneni R., D'Elia T., Rogers S.O. Microbial analyses of ancient ice core sections from Greenland and Antarctica // Biology. 2013. V.2. №1. P.206-232. doi: 10.3390/biology2010206 123. Krishnan A., Alias S.A., Wong C.M., Pang K.L., Convey P. Extracellular hydrolase enzyme production by soil fungi from King George Island, Antarctica. Polar biology. 2011. V.34. №10. P.1535-1542. doi: 10.1007/s00300-011-1012-3 124. Kubicek C.P. Facts and challenges in the understanding of the biosynthesis of peptaibols by Trichoderma / C.P. Kubicek, Druzhinina I.S., Komon-Zelazowska M. et. al // Chem Biodivers. 2007. V.4. P.1068–1082. 125. Kümmerer K. Antibiotics in the aquatic environment – a review – part I / K. Kümmerer // Chemosphere. 2009. V.75. P.417–434. doi:10.1016/j.chemosphere.2008.11.086 126. Kurtzman C., Fell J.W., Boekhout T. The yeasts: a taxonomic study. Elsevier. 2011. 110

127. Lai X., Cao L., Tan H., Fang S., Huang Y., Zhou S. Fungal communities from methane hydrate-bearing deep-sea marine sediments in South China Sea // The ISME Journal. 2007. V.1. №8. P.756-762. 128. Li Y., Sun B., Liu S., Jiang L., Liu X., Zhang H., Che Y. Bioactive asterric acid derivatives from the Antarctic ascomycete fungus Geomyces sp. Journal of natural products. 2008. V.71. №9. P.1643-1646. doi: 10.1021/np8003003 129. Loque C.P., Medeiros A.O., Pellizzari F.M., Oliveira E.C., Rosa C.A., Rosa L.H. Fungal community associated with marine macroalgae from Antarctica // Polar Biology. 2010. V.33. №5. P.641-648. doi: 10.1007/s00300-009-0740-0 130. Loperena L., Soria V., Varela H., Lupo S., Bergalli A., Guigou M., Pellegrino A., Bernardo A., Calviño A., Rivas F., Batista S. Extracellular enzymes produced by microorganisms isolated from maritime Antarctica // World journal of microbiology and biotechnology. 2012. V.28. №5. P.2249-2256. doi: 10.1007/s11274-012-1032-3 131. Lopes M.A., Fischman O., Gambale W., Correa B. Fluorescent method for studying the morphogenesis and viability of dermatophyte cells // Mycopathologia. 2002. V.156. №2. P.61–66. doi: 10.1023/A:1022972222194 132. Ludley K.E., Robinson C.H. ‘Decomposer’basidiomycota in Arctic and Antarctic ecosystems // Soil Biology and Biochemistry. 2008. V.40. №1. Р.11-29. doi: 10.1016/j.soilbio.2007.07.023 133. Maggi O., Tosi S., Angelova M., Lagostina E., Fabbri A.A., Pecoraro L., Altobelli E., Picco A.M., Savino E., Branda E., Turchetti B. Adaptation of fungi, including yeasts, to cold environments // Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology. 2013. V.147. №1. P.247-58. doi: 10.1080/11263504.2012.753135 134. Malosso E., English L., Hopkins D.W., O'Donnell A.G. Use of 13 C-labelled plant materials and ergosterol, PLFA and NLFA analyses to investigate organic matter decomposition in Antarctic soil // Soil Biology and Biochemistry. 2004. V.36. №1. P.165-175. doi: 10.1016/j.soilbio.2003.09.004 135. Margesin R., Miteva V. Diversity and ecology of psychrophilic microorganisms // Research in microbiology. 2011. V.162. №3. P.346-361. doi: 10.1016/j.resmic.2010.12.004 136. Martinez A., Cavello I., Garmendia G., Rufo C., Cavalitto S., Veroet S. Yeasts from sub-Antarctic region: biodiversity, enzymatic activities and their potential as oleaginous microorganisms // Extremophiles. 2016. V.20. №5. P.759-769. doi: 10.1007/s00792-016-0865-3 137. Mazur P. Limits to life at low temperatures and at reduced water contents and water activities // Origins of Life and Evolution of Biospheres. 1980. V.10. №2. P.137-159. doi: 10.1007/BF00928665 138. McKenzie R.L., Björn L.O., Bais A., Ilyasd M. Changes in biologically active ultraviolet radiation reaching the Earth's surface // Photochemical & Photobiological Sciences. 2003. V.2. №1. P.5-15. doi: 10.1039/B211155C 139. Mergelov N.S., Konyushkov D.E., Lupachev A.V., Goryachkin S.V. Soils of MacRobertson Land // The Soils of Antarctica. Springer International Publishing. 2015. P.65-86. 111

140. Michaud L., Giudice A., Mysara M., Monsieurs P., Raffa C., Leys N., Amalfitano S., Van Houdt R. Snow surface microbiome on the High Antarctic Plateau (Dome C) // PLoS One. 2014. V.9. №8. P.e104505. doi: 10.1371/journal.pone.0104505 141. Mojib N., Andersen D.T., Bej A.K. Structure and function of a cold shock domain fold protein, CspD, in Janthinobacterium sp. Ant5-2 from East Antarctica // FEMS microbiology letters. 2011. V.319. №2. P.106-114. doi: 10.1111/j.15746968.2011.02269.x 142. Nagano Y., Nagahama T., Abe F. Cold-adapted yeasts in deep-sea environments. In Cold-adapted Yeasts. Springer Berlin Heidelberg. 2014. Р.149171. 143. Nienow J.A., Friedmann E.I. Terrestrial lithophytic (rock) communities // Antarctic microbiology. 1993. Р.343-412. 144. Nisa H., Kamili A.N., Nawchoo I.A., Shafi S., Shameem N., Bandh S.A., Fungal endophytes as prolific source of phytochemicals and other bioactive naturalproducts: a review // Microb. Pathog. 2015. V.82. P.50–59. 145. Oechel W.C., Vourlitis G., Hastings S.J. Cold season CO2 emission from arctic soils // Global Biogeochemical Cycles. 1997. V.11. №2. P.163-72. doi: 10.1029/96GB03035 146. Onofri S., Zucconii L., Selbmanni L., Tosi S., Barreca D., Ruisi S., Fenice M. Studies on Antarctic fungi, Polarnet technical report / Proceedings of the Fifth PNRA Meeting on Antarctic Biology. 2004. P.49-52. 147. Onofri S., Selbmann L., De Hoog G.S., Grube M., Barreca D., Ruisi S., Zucconi L. Evolution and adaptation of fungi at boundaries of life // Advances in Space Research. 2007. V.40. №11. P.1657-1664. doi: 10.1016/j.asr.2007.06.004 148. Onofri S., Zucconi L., Isola D., Selbmann L. Rock-inhabiting fungi and their role in deterioration of stone monuments in the Mediterranean area // Plant Biosystems-An International Journal Dealing with all Aspects of Plant Biology. 2014. V.148. №2. P.384-391. doi: 10.1080/11263504.2013.877533 149. Ozerskaya S., Kochkina G., Ivanushkina N., Gilichinsky D.A. Fungi in permafrost. InPermafrost soils. Springer Berlin Heidelberg. 2009. Р.85-95. doi: 10.1007/978-3-540-69371-0_7 150. Panikov N.S., Flanagan P.W., Oechel W.C., Mastepanov M.A., Christensen T.R. Microbial activity in soils frozen to below -39ᴼC // Soil Biology & Biochemistry. 2006. V.38. №4. P.785–794. doi: 10.1016/j.soilbio.2005.07.004 151. Panikov N.S. Subzero Activity of Cold-Adapted Yeasts. Cold-adapted Yeasts. 2014. Р. 295-323. doi: 10.1007/978-3-642-39681-6_14 152. Park M.S., Lee E.J., Fong J.J., Sohn J.H., Lim Y.W. A new record of Penicillium antarcticum from marine environments in Korea // Mycobiology. 2014. V.42. №2. P.109-113. 153. Peay K.G., Bidartondo M.I., Elizabeth A.A. Not every fungus is everywhere: scaling to the biogeography of fungal–plant interactions across roots, shoots and ecosystems // New Phytologist. 2010. V.185. №4. P.878-882. doi: 10.1111/j.14698137.2009.03158.x 154. Pearce D.A., Newsham K.K., Thorne M.A., Calvo-Bado L., Krsek M., Laskaris P., Hodson A., Wellington E.M. Metagenomic analysis of a southern 112

maritime Antarctic soil // Frontiers in Microbiology. 2012. V.3. P.403. doi: 10.3389/fmicb.2012.00403 155. Pointing S.B., Belnap J. Microbial colonization and controls in dryland systems // Nature Reviews Microbiology. 2012. V.10. №8. P.551–562. doi: 10.1038/nrmicro2831. 156. Pudasaini S., Wilson J., Ji M., van Dorst J., Snape I., Palmer A.S., Burns B.P., Ferrari B.C. Microbial Diversity of Browning Peninsula, Eastern Antarctica Revealed Using Molecular and Cultivation Methods // Frontiers in microbiology. 2017. V.8. P.591. doi: 10.3389/fmicb.2017.00591 157. Ricklefs R.E. A comprehensive framework for global patterns in biodiversity // Ecology letters. 2004. V.7. №1. Р.1-5. doi: 10.1046/j.1461-0248.2003.00554.x 158. Rivkina E., Laurinavichyus K., Gilichinsky D.A. Microbial life below the freezing point within permafrost. Princeton University Press: Princeton, NJ, USA. 2005. Р.106-117. 159. Rivkina E., Petrovskaya L., Vishnivetskaya T., Krivushin K., Shmakova L., Tutukina M., Meyers A., Kondrashov F. Metagenomic analyses of the late Pleistocene permafrost–additional tools for reconstruction of environmental conditions // Biogeosciences. 2016. V.13. №7. P. 2207-2219. doi: 10.5194/bg-132207-2016 160. Rosa L.H., Vaz A.B., Caligiorne R.B., Campolina S., Rosa C.A. Endophytic fungi associated with the Antarctic grass Deschampsia antarctica Desv.(Poaceae) // Polar Biology. 2009. V.32. №2. P.161-167. doi: 10.1007/s00300-008-0515-z 161. Roser D.J., Seppelt R.D., Ashbolt N. Microbiology of ornithogenic soils from the Windmill Islands, Budd Coast, continental Antarctica: microbial biomass distribution // Soil Biology and Biochemistry. 1993. V.25. №2. P.165-75. 162. Rothschild L.J., Mancinelli R.L. Life in extreme environments // Nature. 2001. V.409. №6823. P.1092. 163. Ruisi S., Barreca D., Selbmann L., Zucconi L., Onofri S. Fungi in Antarctica // Reviews in Environmental Science and Bio/Technology. 2007. V.6. №1-3. Р.127141. doi: 10.1007/s11157-006-9107-y 164. Sánchez L.A., Gómez F.F., Delgado O.D. Cold-adapted microorganisms as a source of new antimicrobials // Extremophiles. 2008. V.13. P.111-120. doi:10.1007/s00792-008-0203-5. 165. Santiago I.F., Alves T.M., Rabello A., Junior P.A., Romanha A.J., Zani C.L., Rosa C.A., Rosa L.H. Leishmanicidal and antitumoral activities of endophytic fungi associated with the Antarctic angiosperms Deschampsia antarctica Desv. and Colobanthus quitensis (Kunth) Bartl // Extremophiles. 2012. V.16. №1. Р.95103. doi: 10.1007/s00792-011-0409-9 166. Santiago I.F., Soares M.A., Rosa C.A., Rosa L.H. Lichensphere: a protected natural microhabitat of the non-lichenised fungal communities living in extreme environments of Antarctica // Extremophiles. 2015. V.19. №6. P.1087-97. doi: 10.1007/s00792-015-0781-y 167. Schmidt N., Bölter M. Fungal and bacterial biomass in tundra soils along an arctic transect from Taimyr Peninsula, central Siberia // Polar Biol. 2002. V.25. №12. P.871–877. doi: 10.1007/s00300-002-0422-7 113

168. Schnürer J, Rosswall T. Fluorescein diacetate hydrolysis as a measure of total microbial activity in soil and litter // Applied and environmental microbiology. 1982. V.43. №6. P.1256-1261. 169. Scorzetti G., Petrescu I., Yarrow D., Fell J.W. Cryptococcus adeliensis sp. nov., a xylanase producing basidiomycetous yeast from Antarctica // Antonie Leeuwenhoek. 2000. V.77. №2. P.153–157. doi: 10.1023/A:1002124504936 170. Selbmann L., Grube M., Onofri S., Isola D., Zucconi L. Antarctic epilithic lichens as niches for black meristematic fungi // Biology. 2013. V.2. №2. P.784797. doi: 10.3390/biology2020784 171. Selbmann L., De Hoog G.S., Zucconi L., Isola D., Onofri S. Black yeasts in cold habitats, Springer-Verlag Berlin Heidelberg. 2014. P.173-190. doi: 10.1007/978-3-642-39681-6_8 172. Shang Z., Khalil Z., Li L., Salim A.A., Quezada M., Kalansuriya P., Capon R. J. Roseopurpurins: Chemical diversity enhanced by convergent biosynthesis and forward and reverse michael additions // Organic letters. 2016. V.18. №17. P. 4340-4343. Doi: 10.1021/acs.orglett.6b02099 173. Sharma S., Szele Z., Schilling R., Munch J.C., Schloter M. Influence of freezethaw stress on the structure and function of microbial communities and denitrifying populations in soil // Applied and Environmental Microbiology. 2006. V.72. №3. P.2148-2154. doi: 10.1128/AEM.72.3.2148-2154.2006 174. Shivaji S., Prasad G.S. Antarctic yeasts: biodiversity and potential applications. Yeast biotechnology: Diversity and applications. 2009. Р.3-18. 175. Silveira M.H.L., Aguiar R.S., Siika-aho M., Ramos L.P. Assessment of the enzymatic hydrolysis profile of cellulosic substrates based on reducing sugar release // Bioresour. Technol. 2014. V.151. P.392-396. doi:10.1016/j.biortech.2013.09.135. 176. Singh J., Dubey A.K., Singh R.P. Antarctic terrestrial ecosystem and role of pigments in enhanced UV-B radiations. Reviews in Environmental Science and Bio/Technology. 2011. V.10. №1. P.63-77. doi: 10.1007/s11157-010-9226-3 177. Singh P., Raghukumar C. Diversity and physiology of deep-sea yeasts: a review // Kavaka. 2014. V.43. P.50-63. 178. Singh R.P., Kumari P., Reddy C.R.K. Antimicrobial compounds from seaweeds-associated bacteria and fungi // Applied microbiology and biotechnology. 2015. V.99. №4. P.1571-1586. doi: 10.1007/s00253-014-6334-y 179. Simon C., Wiezer A., Strittmatter A.W., Daniel R. Phylogenetic diversity and metabolic potential revealed in a glacier ice metagenome // Appl. Environ. Microbiol. 2009. V.75. №23. P.7519-7526. doi: 10.1128/AEM.00946-09 180. Soil Survey Staff. 2010. Keys to Soil Taxonomy (11th edit.). U.S. Dep. Agric., Natural Resources Conserv. Serv., Washington, D.C. 181. Smith S.E., Read D.J. Mycorrhizal symbiosis. Academic press. 2010. 182. Sterflinger K., Tesei D., Zakharova K. Fungi in hot and cold deserts with particular reference to microcolonial fungi // Fungal ecology. 2012. V.5. №4. P.453–462. 183. Svahn K.S., Chryssanthou E., Olsen B., Bohlin L., Göransson U. Penicillium nalgiovense Laxa isolated from Antarctica is a new source of the antifungal 114

metabolite amphotericin B // Fungal Biology and Biotechnology. 2015. V.2. №1. P.1. doi: 10.1186/s40694-014-0011-x 184. Takagi M., Kohda K., Hamuro T., Harada A., Yamaguchi H., Kamachi M., Imanaka T. Thermostable peroxidase activity with a recombinant antibody L chain‐porphyrin Fe (III) complex. FEBS letters. 1995. V.375. №3. P.273-276. doi: 10.1016/0014-5793(95)01224-3 185. Tanino T., Aoki T., Chung W.Y., Watanabe Y., Ogino C., Fukuda H., Kondo A. Improvement of a Candida antarctica lipase B-displaying yeast whole-cell biocatalyst and its application to the polyester synthesis reaction // Applied microbiology and biotechnology. 2009. V.82. №1. P.59-66. doi:10.1007/s00253008-1764-z 186. Targulian V., Mergelov N., Gilichinsky D., Sedov S., Demidov N., Goryachkin S., Ivanov A. Dokuchaev’s soil paradigm and extraterrestrial “soils” / 19-th World Congress of Soil Science, Soil Solutions for a Changing World. 2010. V.1. P.1-4. 187. Taylor J.W., Turner E., Townsend J.P., Dettman J.R., Jacobson D. Eukaryotic microbes, species recognition and the geographic limits of species: examples from the kingdom Fungi // Philosophical Transactions of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 2006. V.361. №1475. P.1947-1963. doi: 10.1098/rstb.2006.1923 188. Tedrow J.C.F., Ugolini F.C. Antarctic soils // Eds.: Tedrow J.C.F. Antarctic Soils and Soil Forming Processes. Antarct. Res. Ser. Am. Geophys. Union, Washington DC. 1966.V.8. P.161–177. 189. Timling I., Walker D.A., Nusbaum C., Lennon N.J., Taylor D.L. Rich and cold: diversity, distribution and drivers of fungal communities in patterned ground ecosystems of the North American Arctic // Molecular ecology. 2014. V.23. №13. P.3258-3272. doi: 10.1111/mec.12743 190. Tomova I., Stoilova-Disheva M., Lazarkevich I., Vasileva-Tonkova E. Antimicrobial activity and resistance to heavy metals and antibiotics of heterotrophic bacteria isolated from sediment and soil samples collected from two Antarctic islands // Frontiers in Life Science. 2015. V.8. №4 P.348-57. doi: 10.1080/21553769.2015.1044130 191. Tosi S., Casado B., Gerdol R., Caretta G. Fungi isolated from Antarctic mosses // Polar Biol. 2002. V.25. №4. P.262–268. doi: 10.1007/s00300-001-0337-8 192. Tosi S., Kostadinova N., Krumova E., Pashova S., Dishliiska V., Spassova B., Vassilev S., Angelova M. Antioxidant enzyme activity of filamentous fungi isolated from Livingston Island, Maritime Antarctica // Polar biology. 2010. V.33. №9. P.1227-1237. doi: 10.1007/s00300-010-0812-1 193. Tscherko D., Bölter M., Beyer L., Chen J., Elster J., Kandeler E., Kuhn D., Blume H.P. Biomass and enzyme activity of two soil transects at King George Island, Maritime Antarctica // Arctic, Antarctic, and Alpine Research. 2003. V.35. №1. Р.34-47. doi: 10.1657/1523-0430(2003)035[0034:BAEAOT]2.0.CO;2 194. Turchetti B., Hall S.R., Connell L.B., Branda E., Buzzini P., Theelen B., Müller W.H., Boekhout T. Psychrophilic yeasts from Antarctica and European glaciers: description of Glaciozyma gen. nov., Glaciozyma martinii sp. nov. and Glaciozyma watsonii sp. nov. // Extremophiles. 2011. V.15. №5. Р.573. doi: 10.1007/s00792-011-0388-x 115

195. Turchetti B., Selbmann L., Blanchett R.A., Di Mauro S., Marchegiani E., Zucconi L., Arenz B.E., Buzzini P. Cryptococcus vaughanmartiniae sp. nov. and Cryptococcus onofrii sp. nov.: two new species isolated from worldwide cold environments // Extremophiles. 2015. V.19. №1. Р.149–159. doi: 10.1007/s00792-014-0692-3 196. Upson R., Newsham K.K., Read D.J. Root-fungal associations of Colobanthus quitensis and Deschampsia antarctica in the maritime and subantarctic //Arctic, Antarctic, and Alpine Research. 2008. V.40. №3. Р. 592-599. doi: 10.1657/15230430(07-057)[UPSON]2.0.CO;2 197. Vaz A.B., Rosa L.H., Vieira M.L., Garcia V.D., Brandão L.R., Teixeira L.C., Moliné M., Libkind D., Van Broock M., Rosa C.A. The diversity, extracellular enzymatic activities and photoprotective compounds of yeasts isolated in Antarctica // Brazilian Journal of Microbiology. 2011. V.42. №3. P.937-947. doi: 10.1590/S1517-83822011000300012 198. Villarreal P., Carrasco M., Barahona S., Alcaíno J., Cifuentes V., Baeza M. Tolerance to ultraviolet radiation of psychrotolerant yeasts and analysis of their carotenoid, mycosporine, and ergosterol content // Current microbiology. 2016. V.72. №1. P.94-101. doi: 10.1007/s00284-015-0928-1 199. Vincent W.F. Evolutionary origins of Antarctic microbiota: invasion, selection and endemism // Antarctic Science. 2000. V.12. №3. P.374-85. doi: 10.1017/S0954102000000420 200. Vishniac H.S., Onofri S. Cryptococcus antarcticus var. circumpolaris var. nov., a basidiomycetous yeast from Antarctica // Antonie van Leeuwenhoek, 2002. V.83. №3. P.231–233. doi: 10.1023/A:1023369728237 201. Vlasov D.Y., Abakumov E.V., Nadporozhskaya M.A., Kovsh N.V., Krylenkov V.A., Lukin V.V., Safronova E.V. Lithosols of King George Island, Western Antarctica // Eurasian soil science. 2005. V.38. №7. P.681. doi: 10.1111/mec.12743 202. Walker T.D.A., Nusbaum C., Lennon N.J, Taylor D.L. Rich and cold: Diversity, distribution and drivers of fungal communities in patterned-ground ecosystems of the North American Arctic // Molecular ecology. 2014. V.12. №2. Р.121–128. doi: 10.1111/mec.12743 203. Wang M., Jiang X., Wu W., Hao Y., Su Y., Cai L., Xiang M., Liu X. Psychrophilic fungi from the world's roof. Persoonia // Molecular Phylogeny and Evolution of Fungi. 2015. V.34. P.100-112. doi: 10.3767/003158515X685878 204. Wei S.T., Higgins C.M., Adriaenssens E.M., Cowan D.A., Pointing S.B. Genetic signatures indicate widespread antibiotic resistance and phage infection in microbial communities of the McMurdo Dry Valleys, East Antarctica // Polar Biology. 2015. V.38. №6. P.919-925. doi: 10.1007/s00300-015-1649-4 205. Weinstein R.N., Montiel P.O., Johnstone K. Influence of growth temperature on lipid and soluble carbohydrate synthesis by fungi isolated from fellfield soil in the maritime Antarctic // Mycologia. 2000. V.92. №2. P.222–229. doi: 10.2307/3761554 206. Yergeau E., Kowalchuk G.A. Responses of Antarctic soil microbial communities and associated functions to temperature and freeze–thaw cycle 116

frequency Environmental // Microbiology. 2008. V.10. №9. Р.2223–2235. doi: 10.1111/j.1462-2920.2008.01644.x 207. Zazovskaya E.P., Fedorov-Davydov D.G., Alekseeva T.V., Dergacheva M.I. Soils of queen maud land. InThe Soils of Antarctica. Springer International Publishing. 2015. P.21-44. doi:10.1007/978-3-319-05497-1_3 208. Zhang T., Zhang Y.Q., Liu H.Y., Wei Y.Z., Li H.L., Su J., Zhao L.X., Yu L.Y. Diversity and cold adaptation of culturable endophytic fungi from bryophytes in the Fildes Region, King George Island, maritime Antarctica // FEMS microbiology letters. 2013. V.341. №1. P.52-61. doi:10.1111/1574-6968.12090 209. Zumsteg A., Luster J., Göransson H., Smittenberg R.H., Brunner I., Bernasconi S.M., Zeyer J., Frey B. Bacterial, archaeal and fungal succession in the forefield of a receding glacier // Microbial ecology. 2012. V.63. №3. Р.552-564. doi:10.1007/s00248-011-9991-8 117

Приложение 1 Таблица А1. Таксономическое разообразие культивируемой микобиоты Антарктиды (ст. Прогресс, Русская, Молодежная, Новолазаревская, Академик Вернадский, Арцтовски). № вид Такс он 1 Absidia cylindrospora**Hagem Acremonium alternatum Link Zy. As. + 3 Acremonium sp. As. + 4 Alternaria alternata (Fr.) Keissl. As. + + 5 Alternaria sp.1 As. + + 6 Alternaria sp.2 As. + 7 Alternaria viburni¤ E.G. Simmons Antarctomyces psychrotrophicus¤ Stchigel & Guarro Aphanocladium album¤ (Preuss) W. Gams Arthrinium sphaerospermum¤ Fuckel Ascochyta fabae¤ Speg. Ascochyta pisi¤ Lib. Ascophanus subfuscus¤ (P. Crouan & H. Crouan) Boud. Aspergillus clavatus** Desm. As. + As. + A. flavus** Link As. 2 8 9 10 11 12 13 14 15 Прогре сс Молод Новол азарев ская Русска я Акаде мик Вернад ский Арцтов ски Биотоп, глубина (см) обил Мох (7-10) + + «безгумусные почвы» (40-50); Кам мост без орг остатков (1-4); кам мост с альго-бакт пленками (2-10); кам мост с торф (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5) солонч (25-30); эндолит (0-1); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); Мох+лиш (4-17), солонч с альго-бакт пленками (0-1;1-4); глеевый горизонт (17; 27-45) Кам мост с альго-бакт пленками (0-1; 10-20); «безгумусные почвы» (1-5); мох (0-2; 2-5); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5); ++ + Донный озерный грунт; Литоральный литозем (0-3); орнитозем (0-1) мхи (0-1) мох (0-2; 2-5); лиш+ мхи (0-1) ++ + Кам мост с альго-бакт пленками (0-1) + + + Мох (0-1;1-3); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); Донный озерный грунт (5-10) + + + ++ + + Донный озерный грунт ++ «безгумусные почвы» (0-1); мох(3-5); солонч с альго-бакт пленками (0-1); Эндолиты(0-1); лиш+ мхи (0-1) Кам мост с торф (0-4); кам мост с альго-бакт пленками (0-2(4);4-10); Эндолит (0-1); Донный озерный грунт (40); солонч с альго-бакт пленками (15;25-30) + + + + + + + + + + + + + As. As. + As. As + + As. + + + + пигм ++ + + + + + ++ + + эвритоп редк + + + + + + +

16 A. fumigatus** Fresen. As. + + + + + 17 A. niger** Tiegh. As. + + + + + 18 A. sclerotiorum G.A. Huber A. sydowii (Bainier & Sartory) Thom & Church A. versicolor (Vuill.) Tirab. As. Atradidymella muscivora¤ M.L. Davey & Currah Aureobasidium pullulans (de Bary & Löwenthal) G. Arnaud Botrytis cinerea Pers. Cadophora fastigiata*¤ Lagerb. & Melin C. finlandica*¤ (C.J.K. Wang & H.E. 19 20 21 22 23 24 25 + As. + + As. + + As. + + As. + + As. + As. + As. + + + + Мох (0-1;3-5); «безгумусные почвы» (0-1); дно ручья(8-12); сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +5, t посева+25, 45-е сутки; сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева+25, 7-е сутки; лиш+ мхи (0-1); Донный озерный грунт; глеевый горизонт (5-15;17; 27-45); солонч с альго-бакт пленками (1-5); Мох (0-2;3-5;7-10); кам мост с альгобакт пленками (0-1); мох +лиш (1-3); реголиты(2-5), эндолиты (0-1); «безгумусные почвы» (0-1); дно ручья (2-5); солонч с альго-бакт пленками (01); сукцессия, кам мост без орг ост (210), t почвы +5, t посева+25, 14¸30, 45-е сутки; сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева+25, 60-е сутки; лиш+ мхи (0-1); Донный озерный грунт; оглеенный горизонт под ; «безгумусные почвы» (15-20; 17-27); эндолит (0-1); орнитозем (1-3) кам мост с альго-бакт ; пленками (0-1); солонч (1-5) кам мост с альго-бакт пленками (0-1); кам мост с оторф (3-17) реголиты (1-3); солонч с альго-бакт пленками (1-5); Мох (1-2); Лиш (7-31); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); эндолиты (0-1); дно ручья(2-5;8-12); солонч с альго-бакт пленками (0-1; 25-30); сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева +25, 1-е и 45-е сутки; глеевый горизонт (17; 27-45); эндолит (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5); орнитозем (1-3) Мох (1-3;0-5; 2-4); кам мост с альго-бакт пленками (0-1; 10-20); мох (0-3;7-10); сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева+5, 7-е сутки кам мост с альго-бакт пленками и мхами (1-2); донный грунт озера Эндолиты (0-1); альго-бактериальные пленки (0-1); Каменная мостовая без орг статков (517); эндолит (0-1) 119 + + + ++ + + + + + + + + + + + + + +++ + + ++ + + +

26 Wilcox) T.C. Harr. & McNew C. luteo-olivacea*¤ (J.F.H. Beyma) T.C. Harr. & McNew As. + + 27 C. malorum*¤ (Kidd & Beaumont) W. Gams As. 28 C. novi-eboraci*¤ R. Travadon, D.P. Lawrence, S. RooneyLatham, W.D. Gubler, P.E. Rolshausen & K. Baumgartner Cadophora sp. As. + + As. + + Candida davisiana*¤ (не описан) Cladophialophora humicola¤ Crous & U. Braun Cladophialophora sp. Cladosporium australiense*¤ Bensch, Summerell, Crous & U. Braun Cl. сhubutense¤ K. Schub., Gresl. & Crous Cl. сladosporioides (Fresen.) G.A. de Vries As. + As. + Cl. delicatulum*¤ Cooke Cl. herbarum (Pers.) Link As 29 30 31 32 33 34 35 36 37 38 Cl. herbarum var. macrocarpum ¤ (Preuss) M.H.M. Ho & Dugan As. As. + As. + As. + + + + + + + As. + + + + + ++ + + Донный озерный грунт; Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17-27; 27-28); Сукцессия, мох (1-2), t почвы +20, посева +5, 14-е сутки; кам мост с альго-бакт пленками (0-1); ++ + + Мох (1-2); лиш+ мхи (0-1); оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17-27); эндолит (0-1) Сукцессия, мох (1-2), t почвы +5, посева +5, 6-ой месяц; Мох (0-3) Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5); ++ + + + глеевый горизонт (17; 27-45); Мох (1-2) Глеевый горизонт под «безгумусные почвы» (15-25) + + + + Кам мост без орг остатков (2-5) + + Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1;03);Мох +лиш (7-31); мох (0-3);солонч (25-30); эндолит(0-1); Сукцессия, каменная мостовая без орг статков, t почвы +5, t посева +5, 14-е сутки; глеевый горизонт (5-15; 10-17); Мох (0-3) + + ++ + ++ + + + + + + + + + As. + Сукцессия, каменная мостовая без орг статков, 60-е сутки, t почвы +5, t посева +25; кам мост с с альго-бакт пленками и мхом (1-2); донный осадок озера Мох, антропоген (0-3); лиш+ мхи (0-1); Кам мост с альго-бакт пленками (01;10-20), + + + + Кам мост без орг остатков (2-5: 5-10); кам мост с альго-бакт пленками (0-1; 02(4)); кам мост с торф (10-20) солонч с альго-бакт пленками (1-4); мхи (3-5), лиш(1-3);эндолит(0-1); реголиты (1-3); «безгумусные почвы» (10-20); эндолит (0-1) Донный грунт озера (3-4) 120 ++ + + + + +

Cl. sinuosum ¤ K. Schub., C.F. Hill, Crous & U. Braun Cl. tenuissimum ¤ Cooke Cl. uredinicola ¤ Speg. As. As. + 42 Clonostachys rosea (Preuss) Mussat As. + 43 Coniothyrium glomeratum ¤ Corda Cosmospora berkeleyana ¤ (P. Karst.) Gräfenhan, Seifert & Schroers Co.viridescens¤ (C. Booth) Gräfenhan & Seifert Cryptendoxyla hypophloia** ¤ Malloch & Cain Cryptococcus. magnus*¤ (Lodder & Kreger-van Rij) Baptist & Kurtzman Curvularia lunata ** (Wakker) Boedijn As. Cylindrocarpon obtusiusculum** ¤ (Sacc.) U. Braun Debaryomyces hansenii* ¤ (Zopf) Lodder & Kreger-van Rij Doratomyces microsporus** (Sacc.) F.J. Morton & G. Sm. As. Emericella nidulans** 39 40 41 44 45 46 47 48 49 50 51 52 Донный грунт озера (3-4) + + Солончак с альго-бакт пленками (1-5) ++ + Кам мост без орг остатков (0-3); кам мост с альго-бакт пленками (1-5); кам мост с торф (0-5). Кам мост без орг остатков (3-5); кам мост с альго-бакт пленками (0-1;0-2(4); 5-17); кам мост с торф (10-20); мох +лиш(31); эндолиты(0-2); реголиты (0-5); альго-бакт пленка на скале (0-1); мох (0-1); «безгумусные почвы» (1020); солонч с альго-бакт пленками (1-5) Эндолит (0-1) + + + Лиш (0-1); лиш+ мхи (0-1) ++ + Мох, (0-5); лиш+ мхи (0-1) + Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева+25, 6-ой месяц + Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10; 20-30), t почвы +5, t посева+5, 6-ой месяц; лиш+ мхи (0-1); «безгумусные почвы» (15-20); Мох (1-2) ++ кам мост с с альго-бакт пленками и мхом (1-2; 0-3); кам мост с оторф (317); донный грунт озера; Мох (1-3) Эндолит (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5); ++ Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (27-28); + Кам мост без орг остатков (0-1; 1-3); кам мост с альго-бакт пленками (4-10; 5-17); кам мост с торф (10-20); мох+лиш(2-5); «безгумусные почвы» (10-20); Мох (0-1) + + As. + + + + As + As. + As. + Ba. + As. + + + As. + As. + + As. + + 121 + + + + + + + + + + + + + + + + + +

53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 (Eidam) Vuill. Epicoccum nigrum Link Eurotium niveoglaucum**¤ (Thom & Raper) Malloch & Cain Exophiala tremulae*¤ Wei Wang bis Filobasidium oeirense ¤ (Á. Fonseca, Scorzetti & Fell) X.Z. Liu, F.Y. Bai, M. Groenew. & Boekhout Filobasidium wieringae*¤ (Á. Fonseca, Scorzetti & Fell) Xin Zhan Liu, F.Y. Bai, M. Groenew. & Boekhout Fusarium solani (Mart.) Sacc. F. sporotrichioides Sherb. Geotrichum candidum Link As. + As. + As. + Ba. + Ba. + Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева+25, 45-е сутки эндолиты; мох (3-5); Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +5, t посева+25, 2я неделя; дно ручья(2-5); мох (3-5); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); мох(0-2) Мох (1-2) ++ + ++ Мох(0-1); каменная мостовая без орг остатков (2-10) кам мост без орг ост (2-10) + + + + кам мост с альго-бакт пленками (0-1); оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17-27); Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17) + + + + + ++ + + As. + As. + Glaciozyma watsonii*¤ Turchetti, L.B. Connell, Thomas-Hall & Boekhout Goffeauzyma gilvescens¤ Chernov & Babeva Ba. + Ba. + Hannaella luteola*¤ (Saito) F.Y. Bai & Q.M. Wang Herpotrichia juniperi¤ (Sacc.) Petr. Hyalodendriella betulae¤ Crous Hyphozyma variabilis var. variabilis*¤ de Hoog & M.T. Sm. Hyphozyma variabilis var. odora*¤ de Hoog & M.T. Sm. Lecanicillium Ba. + As. + Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +5, t посева+5, 30-е сутки; донный осадок озера; Кам мост с альгобакт пленкой (0-1 Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17); Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1 Мох (3-5) As. + Мох (2-0) ++ As. + Мох (2-0; 2-5) ++ «безгумусные почвы» c нефтепродуктами (0-5); «безгумусные почвы» (15-20); Сукцессия, мох (1-2), t почвы +5, ++ + + + + As. + + As. As. + Мох (3-5) + + + + 122 + + +

69 70 71 72 73 74 75 76 77 78 79 80 81 82 83 fungicola¤ (Preuss) Zare & W. Gams Lecythophora hoffmannii¤ (J.F.H. Beyma) W. Gams & McGinnis Lecythophora fasciculata *¤ (J.F.H. Beyma) E. Weber, Görke & Begerow, Nova Hedwigia Leptosphaeria coniothyrium ¤ (Fuckel) Sacc. Leuconeurospora polypaeciloides ¤ Malloch, Sigler & Hambl. Leucosporidium muscorum ¤ (Di Menna) J.P. Samp. Leucosporidium scottii*¤ Fell, Statzell, I.L. Hunter & Phaff Microascus cinereus ¤ Curzi Microsphaeropsis olivacea ¤ (Bonord.) Höhn. Monocillium nordinii*¤ (Bourch.) W. Gams Mortierella elongata Linnem. посева +5, 3-ий месяц As. + + Мох, антропоген (0-3); мох (0-5) + + + As + Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (10-20) ++ + + As. + кам мост с альго-бакт пленками (0-1) + + + мох (0-2) + + + «безгумусные почвы» (5-10) + Мох (2-5) ++ Солончак с альго-бакт пленками (1-5; 25-30); Кам мост с альго-бакт пленкой и мхом (1-2); донный осадок озера; + As + Ba. + Ba. + As. As. + + As. + Mortierella minutissima* Tiegh. Mortierella sp. Zy. + Mrakia robertii*¤ Thomas-Hall & Turchetti Mucor circinelloides** Tiegh. M. hiemalis** Wehmer Ba. Zy. + Мох (7-10) + + Мох (0-1; 2-5), кам мост без орг ост (4050); кам мост с торф(0-2;2-4); кам мост с альго-бакт пленками (0-1;1-4); Мох(0-1); «безгумусные почвы» (0-1) + «безгумусные почвы» c нефтепродуктами (0-5) Мох (0-2) + + + Мох (0-1;1-2); эндолиты (0-1) + + + Мхи+лиш (0-4); реголиты(0-5); ; глеевый горизонт (5-15); солонч с альго-бакт пленками (25-30) + + + + Zy. + + + + + + ++ + Zy. Zy. + + 123 + + +

84 + эндолит + Мох (0-5); лиш+ мхи (0-1) +++ As. P. brevicompactum Dierckx P. canescens Sopp P. chrysogenum Thom As. + As. + 93 P. citrinum Thom As. + 94 P. commune Thom P. corylophilum Dierckx As. + As. + 96 P. expansum Link As. 97 P. fellutanum Biourge P. funiculosum Thom P. glabrum As. + Солонч с альго-бактериальными пленками (0-1) Мох(0-1; 1-2; 3-5;7-10); кам мостс альго-бакт пленками (1-2); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); Донный озерный грунт; орнитозем (0-1) Мох(3-5); В1fungi (1-3); солонч с альго-бакт пленками (25-30) Лиш (7-31);мох(0-3;3-5;7-10)4 «безгумусные почвы» (0-1) Лиш(31); мох (0-2); Донный озерный грунт (40); В1fungi (1-3) Мох (0-3;1-2), кам мост с альго-бакт пленками (0-1;2-4); кам мост с торф (02); дно ручья (2-5); Солонч с альго-абкт пленками (0-1;1-5); реголиты (0-4); мох+лиш (2-5); альго-бакт пленка на скале (0-1); орнитозем (0-1) кам мост с альго-бакт пленками (0-1) As. + 85 86 87 88 89 90 91 92 95 98 99 + Солончак с альго-бакт пленками (0-1) Oedocephalum nicotianae**¤ Oudem. Ophiocordyceps sinensis ¤ (Berk.) G.H. Sung, J.M. Sung, Hywel-Jones & Spatafora Ovadendron sulphureoochraceum ¤ (J.F.H. Beyma) Sigler & J.W. Carmich. Paecilomyces marquandii (Massee) S. Hughes Paraphoma fimeti *¤ (Brunaud) Gruyter, Aveskamp & Verkley Penicillium aurantiogriseum Dierckx As. + As. + + + + + As. + кам мост с альго-бакт пленками (0-1); эндолиты (0-1); дно ручья (1-3) + As. + Мох (2-0) + Мох (0-1; 0-3); «безгумусные почвы» (0-1); дно ручья (2-5); оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17-27); кам мост без орг ост (20-30) Мох(0-3); Дно ручь (2-5) ++ + + + + + As. As. As. + + + + + + + + + + + + + + + + + + + 124 + + + + + + + ++ + + + Мох (0-3) + + Лиш (0-2;31); мох (0-1;0-3;3-5); ++ +

100 (Wehmer) Westling P. glandicola (Oudem.) Seifert & Samson As. + + + + ++ + ++ + + + +++ + + + + + Дно ручья (8-12); мох(0-3;3-5); солонч с альго-бакт пленками (1-5); Солонч с альго-абкт пленками(0-1); солонч (1-5); мох(0-2) + + + Мох (2-5) ++ + + + Солонч(1-5); кам мост с альго-бакт пленками (0-1) Мох +лиш (7-31); «безгумусные почвы» (15-20); Мох+лиш (0-4;31); мох (0-3) + + + + Мох+лиш (0-3); кам мост альго-бакт пленки (0-1; 0-4;2-10); кам мост с торф (2-4;10-20); «безгумусные почвы» (1020); солонч с альго-бакт пленками (1-5); Мох (0-3) кам мост без орг ост (0-2); кам мост с альго-бакт пленками (0-1;2(3)-10); песок с альго-бакт матами на солончаке; реголит(1-4;5-17); мох (0-3); ++ + ++ + 101 P. griseofulvum Dierckx As. + 102 P. implicatum Biourge As. + + 103 P. janczewskii K.M. Zaleski As. + + + 104 P. janthinellum Biourge As. + + + 105 P. lividum Westling As. + + 106 P. miczynskii K.M. Zaleski P. rugulosum Thom P. restrictum J.C. Gilman & E.V. Abbott P. roseopurpureum*¤ Dierckx P. simplicissimum (Oudem.) Thom P. solitum Westling P. variabile Sopp P. verrucosum Dierckx As. + + As. + P. viridicatum Westling As. + 107 108 109 110 111 112 113 114 As. + As. + As. As. + Дно ручья(2-5;8-12) Мох+лиш(0-3;31); дно ручья (2-5); глеевый горизонт (27-45); «безгумусные почвы» (15-20); орнитозем (0-1) Мох (0-3; 7-10); «безгумусные почвы» (0-1); дно ручь(2-5); лиш+ мхи (0-1); Донный озерный грунт (40); оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (27-28); Кам мост с альго-бакт пленками (10-20), Лиш (7-31); Солонч c альго-бакт пленками (0-1); «безгумусные почвы» (0-1) кам мост с альго-бакт пленками (0-1); солонч (1-5); альго-бакт пленка на скале (0-1) кам мост с альго-бакт пленками (01;2(3)-10); мхи+лиш (0-3-5); мох (0-2;35); солонч с альго-бакт пленками (15;25-30); «безгумусные почвы» (0-1; 4050); альго-бакт пленка на скале (0-1); Мох+лиш (0-2;31); реголиты(0-5); кам мост с альго-бакт пленками (1-2;2-4;410;10-20); «безгумусные почвы» (10-20; 40-50) Мох (1-2); реголиты (0-5) + + + + + As. As. + + + + + + 125 + +

115 116 117 118 119 120 121 122 123 124 125 126 127 128 129 130 131 P. waksmanii K.M. Zaleski Periconia igniaria*¤ E.W. Mason & M.B. Ellis Peyronellaea calorpreferens¤ (Boerema, Gruyter & Noordel.) Aveskamp, Gruyter & Verkley Phenoliferia glacialis*¤ (Boerema, Gruyter & Noordel.) Aveskamp, Gruyter & Verkley Phialocephala lagerbergii *¤ (Melin & Nannf.) Grünig & T.N. Sieber Phoma cruris-hominis *¤ Punith. Ph. delphinii ¤ (Rabenh.) Cooke Ph. eupyrena ¤ Sacc., Michelia Ph. exigua ¤ Desm. Ph. herbarum ¤ Westend. As. + + Ph. leveillei *¤ Boerema & G.J. Bollen Ph. macrostoma* Mont. Ph. leveillei var. microspore ¤ Gruyter & Boerema Ph. muscivora ¤ M.L. Davey & Currah Ph. septicidalis ¤ Boerema Ph. violacea ¤ (Bertel) Eveleigh As. + As. + As. + Polypaecilum As. As. + As. + Ba. As. + мох+лиш(4-17) Безгум почв(0-1) Кам мост с альго-бакт пленками (2-10), песок+ag(5-17),мхи+лиш(7-31) солонч+ag(0-1) + + + + Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +5, t посева +5, 1-я неделя ++ + + Мох c нефтепродуктами (0-5); «безгумусные почвы» (15-20); ++ Донный осадок озера + + + + + + As + Мох (3-5) + + As + Мох (2-0) + + Мох (2-3); кам мост с оторф (3-17); Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1 Мох (0-1); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1;1-3; 4-10); кам мост с торф (2-4); кам мост без орг ост (20-30); лиш(7-31); мох(02;0-4); альго-бакт пленка на скале (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5); ; глеевый горизонт (5-15) Эндолит(0-1) ++ + + + +++ + ++ + Мох (3-5); лиш+ мхи (0-1) ++ + Мох (1-3) ++ + Донный грунт озера (40); ++ + Мох (2-0) + + Мох (0-2; 1-3); «безгумусные почвы» (10-20); кам мост с с альго-бакт пленками и мхом (1-2); донный грунт озера (40); Мох (0-2; 2-5) ++ + As. + As + As. + As. + + + + + As. As. + + + + + + 126 + + + + + + +

132 botryoides ¤ V. Rao & de Hoog Pseudogymnoascus pannorum ¤ (Link) Minnis & D.L. Lindner As. + Rhinocladiella similis*¤ de Hoog & Calig. Rhizopus stolonifer** (Ehrenb.) Vuill. Rhodotorula mucilaginosa ¤ (A. Jörg.) F.C. Harrison As. + 136 133 134 + +++ Донный грунт озера (40); «безгумусные почвы» (15-20); кам мост без орг ост (20-30); Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1 Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +5, t посева+25, 2-я неделя; Мох+лиш (1-5); Мох (0-2); донный осадок озера «безгумусные почвы» (0-1); кам мост с альго-бакт пленками (0-1); глеевый горизонт, (17) солонч с альго-бакт пленками (1-5); Сукцессия, мох (1-2), t почвы +25, посева +5, 30-е сутки ++ + + ++ + + + Ba. + Sarocladium kiliense ¤ (Grütz) Summerb. As. + 137 Sarocladium strictum W. Gams As. + 138 Simplicillium aogashimaense ¤ Nonaka, Kaifuchi & Masuma Scopulariopsis murina**¤ Samson & Klopotek Sympodiomycopsis kandeliae¤ G.Y. Liou, Y.H. Wei & F.L. Lee Talaromyces flavus** (Klöcker) Stolk & Samson Thelebolus ellipsoideus*¤ Brumm. & de Hoog Th. globosus*¤ Brumm. & de Hoog As. + As. + Кам мост с альго-бакт пленкой (0-1) + Ba. + Кам мост с альго-бакт пленкой и мхом (1-2) + Th. microsporus¤ (Berk. & Broome) Kimbr. Th. stercoreus*¤ Tode Tolypocladium As. 139 140 141 142 143 144 145 146 As. + + + + + As + As + + + + + + + + + + + + + + + + + ++ + + Мох с нефтеропдуктами (0-5) ++ + + Мох (0-1; 2-5); Кам мост с альго-бакт пленкой (0-3); глеевый горизонт (2745); орнитозем (0-1) Мох (0-1; 2-5); мох с нефтепродуктами (0-5); орнитозем (0-1) Мох + лиш (0-3) +++ + ++ + Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17-27; 27-28); В1fungi (1-3) «безгумусные почвы» с нефтяепродуктами; орнитозем (0-1) + As As + + ++ Zy. 135 + кам мост с альго-бакт пленками (0-1); эндолиты (0-1); кам мост без орг ост (20-30); солонч с альго-бакт пленками (1-5); мох(0-3); лиш+ мхи (0-1); оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (17-27); Сукцессия, кам мост без орг ост (2-10), t почвы +20, t посева+25, 6-ой месяц Мох (0-1) 127 + + +

147 148 149 150 151 cylindrosporum¤ W. Gams To. tundrense*¤ Bissett Trichoderma harzianum** Rifai As Мох + лиш (0-3) + Мох (1-2); кам мост с торф (2-4;10-20); кам мост с альго-бакт пленками (0-1; 14); лиш (0-2); реголиты(0-5); эндолиты (0-1); альго-бакт пленка на скале (0-1); солонч с альго-бакт пленками (1-5) кам мост с альго-бакт пленками (2(3)10) Оглеенный горизонт под «безгумусная почва» (27-28); Оглеенный горизонт под «безгумусные почвы» (27-28); Мох (0-3) + + As. + Trichurus spiralis** Hasselbr. Ulocladium chartarum (Preuss) E.G. Simmons As. + As. + Vishniacozyma Ba. + + + + + + + + + + + ++ + + + , 152 153 victoriae *¤ (M.J. Montes, Belloch, Galiana, M.D. García, C. Andrés, S. Ferrer, Torr.-Rodr. & J. Guinea) Xin Zhan Liu, F.Y. Bai, M. Groenew. & Boekhout Umbelopsis ramanniana* (Möller) W. Gams Wardomyces inflatus**¤ (Marchal) Hennebert Zy. + As. + Солонч (1-5); «безгумусные почвы» (40-50); кам мост с альго-бакт пленками (0-2(4); 10-20) Донный грунт озера (40) + + Примечания: в графе «обилие», чем больше плюсиков, тем больше и обилие. «*» - виды, выделенные в посевах только при +5ᴼС. «**» - виды, выделенные в посевах только при +25ᴼС. «¤» - таксономическое положение определено с применением молекулярных методов (по суквенированию участка ITS1 рДНК). Зеленым выделены виды, которых нет в базе и обзорным статьям по грибам Антарктиды (http://www.antarctica.ac.uk//bas_research), (…) Желтым отмечены потенциально-патогенные виды. 128

Рецензии:

Авторизуйтесь, чтобы добавить рецензию

- у работы пока нет рецензий -

Отзывы:

Авторизуйтесь, чтобы оставить отзыв